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¿Cómo depende el caudal de los canales de iones de la longitud del filtro de selectividad?

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La longitud del filtro de selectividad de los canales iónicos, como el canal de potasio, suele ser sólo la mitad del grosor de la membrana. Algún libro como MBoC dice que esto puede beneficiar la transferencia, así que me pregunto cómo dependerá el caudal del canal de la longitud del filtro de selectividad.

Intuitivamente, cuanto más largo sea, menor será el caudal. Pero considere el siguiente factor, esto puede no ser cierto:

No hay "resistencia" en el filtro de selectividad. Los iones en el canal están básicamente en equilibrio térmico con la pared del filtro de selectividad y rebotan hacia adelante y hacia atrás aleatoriamente todo el tiempo. La fuerza impulsora del flujo no es la energía cinética, sino la diferencia de densidad iónica en ambos lados como en el proceso de difusión normal. Desde este punto de vista, el caudal no debería depender de la longitud del filtro de selectividad, al menos no mucho.

Si es así, entonces el hecho de que la longitud del filtro de selectividad sea solo la mitad del grosor de la membrana tal vez sea solo una coincidencia en la historia de la evolución y no trae muchos beneficios.

Teniendo en cuenta que la mayoría de los canales de iones tienen una longitud de filtro de selectividad muy similar y la síntesis de nuevas proteínas de canales de iones con un filtro de selectividad más largo no es posible con los técnicos actuales, esto no se puede decidir mediante experimentos. ¿Existe alguna simulación de dinámica molecular sobre cómo el caudal depende de la longitud del filtro de selectividad?


Canales de potasio

La notable capacidad del canal de potasio para pasar solo iones de potasio se logra mediante un filtro de selectividad en un extremo del poro, como se muestra aquí en la entrada 1k4c del PDB. Para mayor claridad, solo dos de las cuatro moléculas de proteína, una a cada lado del canal, se muestran en una representación de barra. Las pequeñas esferas azules son iones de potasio que pasan a través del filtro de selectividad. Normalmente, los iones de potasio flotan encerrados en un colchón de agua, como el que está en la parte inferior de la pila de iones. Observe que está rodeado por ocho moléculas de agua, que se muestran como esferas rojas. Para pasar a través del filtro de selectividad, cada ión de potasio debe eliminar estas moléculas de agua. Así es como funciona el filtro de selectividad: las dimensiones del canal están diseñadas para imitar esta capa de agua. Los átomos de proteína de oxígeno que recubren el poro (coloreados en rojo) están orientados hacia el centro del canal. Ocho de estos átomos de oxígeno rodean cada ion de potasio y actúan como un reemplazo perfecto de la capa normal de moléculas de agua. Durante el transporte, los iones marchan de un sitio a otro a lo largo del poro. Una vez que los iones de potasio atraviesan este filtro, vuelven a estar encerrados por moléculas de agua. Los iones de sodio, por otro lado, son un poco más pequeños, por lo que no interactúan con los átomos de oxígeno que recubren la pared de los poros. Se sienten mucho más cómodos con su caparazón de agua normal que dentro del poro, por lo que no se transportan de manera eficiente a través de la membrana. Para explorar esta estructura con más detalle, haga clic en la imagen para ver un JSmol interactivo.

Recursos relacionados con el PDB-101

Referencias

  1. 1nq: JIANG, Y., LEE, A., CHEN, J., CADENE, M., CHAIT, B.T., MACKINNON, R. (2002) Estructura cristalina y mecanismo de un canal de potasio activado por calcio. Naturaleza 417: 515-522
  2. Yellen, G. (2002): Los canales de potasio dependientes de voltaje y sus parientes. Nature 419, págs. 35-42.
  3. 1f6g: Cortes, D.M., Cuello, L.G., Perozo, E. (2001) Arquitectura molecular de KcsA de longitud completa: papel de los dominios citoplásmicos en la permeación de iones y la activación de la puerta. J.Gen.Physiol. 117: 165-180
  4. Minor Jr., D.L. (2001): Canales de potasio: vida en el mundo postestructural. Opinión actual en biología estructural 11, págs. 408-414.
  5. 1k4c: Zhou, Y., Morais-Cabral, J.H., Kaufman, A., MacKinnon, R. (2001) Química de la coordinación e hidratación de iones revelada por un complejo de canal de K +-Fab a una resolución de 2,0 A. Naturaleza 414: 43-48
  6. 1bl8: Doyle, DA, Morais Cabral, J., Pfuetzner, RA, Kuo, A., Gulbis, JM, Cohen, SL, Chait, BT, MacKinnon, R. (1998) La estructura del canal de potasio: base molecular de Conducción y selectividad de K +. Ciencia 280: 69-77
  7. 2crd: Bontems, F., Gilquin, B., Roumestand, C., Menez, A., Toma, F. (1992) Análisis de la organización de la cadena lateral en un modelo refinado de caribdotoxina: implicaciones estructurales y funcionales. Bioquímica 31: 7756-7764

Febrero de 2003, Shuchismita Dutta, David Goodsell

Acerca de PDB-101

PDB-101 ayuda a profesores, estudiantes y al público en general a explorar el mundo 3D de proteínas y ácidos nucleicos. Aprender sobre sus diversas formas y funciones ayuda a comprender todos los aspectos de la biomedicina y la agricultura, desde la síntesis de proteínas hasta la salud y la enfermedad hasta la energía biológica.

¿Por qué PDB-101? Investigadores de todo el mundo hacen que estas estructuras 3D estén disponibles gratuitamente en el archivo Protein Data Bank (PDB). PDB-101 crea materiales introductorios para ayudar a los principiantes a iniciarse en la materia ("101", como en un curso de nivel de entrada), así como recursos para el aprendizaje extendido.


Transporte pasivo: canales de membrana

La bomba de sodio-potasio establece el potencial de membrana de la neurona manteniendo las concentraciones de Na + y K + en desequilibrio constante. El cambio repentino de un estado de reposo a uno activo, cuando la neurona genera un impulso nervioso, es causado por un movimiento repentino de iones a través de la membrana, específicamente, un flujo de Na + hacia la célula. Dada la relativa impermeabilidad de la membrana plasmática al Na +, este influjo en sí mismo implica un cambio repentino en la permeabilidad. A partir del siglo XIX, los investigadores se preguntaron por el mecanismo por el cual podría ocurrir este cambio. Surgió la idea de que debían existir poros, o canales, a través de los cuales los iones pudieran difundirse, atravesando la barrera que plantea la bicapa lipídica. Sin embargo, durante años solo se pudieron medir las corrientes brutas que acompañan al movimiento iónico, y solo por inferencia se pudo postular la presencia de canales de membrana.

El gran avance se produjo en las décadas de 1970 y 1980 con el desarrollo de la técnica de pinza de parche, que permitió a los investigadores medir directamente las corrientes que fluyen a través de canales iónicos individuales en la membrana. La técnica patch-clamp aísla eléctricamente un pequeño parche de neurona o membrana de células musculares aplicando la punta de una micropipeta llena de solución conductora a la membrana y formando un sello hermético con ella. Como los canales individuales en el parche experimentan varios estados de transición entre completamente abiertos y completamente cerrados, se registran los tiempos de apertura y cierre y se miden las amplitudes y la duración de las corrientes.

Desde los estudios pioneros, se han caracterizado las propiedades eléctricas y bioquímicas de ciertos canales. Conocidos como "dependientes de voltaje" cuando se activan por cambios en el potencial de membrana y "sensibles a neurotransmisores" cuando son activados por sustancias neurotransmisoras, estos canales son estructuras proteicas que atraviesan la membrana desde el espacio extracelular hasta el citoplasma. Se cree que son cilíndricos, con un poro hueco lleno de agua más ancho que el ión que lo atraviesa, excepto en una región llamada filtro de selectividad. Este filtro hace que cada canal sea específico para un tipo de ion.


Cambia la historia

Overington, J. P., Al-Lazikani, B. & amp Hopkins, A. L. ¿Cuántos objetivos de drogas hay? Nat. Rev. Drug Discov. 5, 993–996 (2006).

Doyle, D. A. y col. La estructura del canal de potasio: base molecular de la conducción y selectividad de K +. Ciencias 280, 69–77 (1998). Se obtuvo información sobre la resolución atómica de la estructura de un canal iónico tetramérico, lo que proporciona una comprensión de cómo K + Los canales iónicos exhiben una alta selectividad para K + sin embargo, al mismo tiempo exhiben tasas rápidas de K + conducción.

Chang, G., Spencer, R. H., Lee, A. T., Barclay, M. T. & amp Rees, D. C. Estructura del homólogo MscL de Tuberculosis micobacteriana: un canal de iones mecanosensible con compuerta. Ciencias 282, 2220–2226 (1998). La comprensión estructural de un canal de iones mecanosensible sigue de cerca la de la estructura KcsA de Doyle et al.. (ref. 2).

Dutzler, R., Campbell, E. B., Cadene, M., Chait, B. T. & amp MacKinnon, R. La estructura de rayos X de un canal de cloruro de ClC a 3,0 Å revela la base molecular de la selectividad aniónica. Naturaleza 415, 287–294 (2002).

Jiang, Y. et al. Estructura de rayos X de un canal de K + dependiente del voltaje. Naturaleza 423, 33–41 (2003).

Hilf, R. J. C. & amp Dutzler, R. Estructura de rayos X de un canal iónico controlado por ligando pentamérico procariota. Naturaleza 452, 375–379 (2008).

Sobolevsky, A. I., Rosconi, M. P. & amp Gouaux, E. Estructura de rayos X, simetría y mecanismo de un receptor de glutamato del subtipo AMPA. Naturaleza 462, 745–756 (2009).

Kawate, T., Michel, J. C., Birdsong, W. T. & amp Gouaux, E. Estructura cristalina del P2X controlado por ATP4 canal de iones en estado cerrado. Naturaleza 460, 592–598 (2009).

Payandeh, J., Scheuer, T., Zheng, N. & amp Catterall, W. A. ​​La estructura cristalina de un canal de sodio dependiente de voltaje. Naturaleza 475, 353–358 (2011).

Yu, F. H., Yarov-Yarovoy, V., Gutman, G. A. & amp Catterall, W. A. ​​Descripción general de las relaciones moleculares en la superfamilia de canales iónicos activados por voltaje. Pharmacol. Rvdo. 57, 387–395 (2005).

Duncan, A. L., Song, W. & amp Sansom, M. S. P. Regulación dependiente de lípidos de canales iónicos y receptores acoplados a proteína G: conocimientos de estructuras y simulaciones. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 60, 31–50 (2020).

Poveda, J. A., Marcela Giudici, A., Lourdes Renart, M., Morales, A. & amp González-Ros, J. M. Hacia la comprensión de las bases moleculares de la modulación de canales iónicos por lípidos: modelos mecanicistas y paradigmas actuales. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 1859, 1507–1516 (2017).

Corradi, V. et al. Diversidad emergente en las interacciones lípido-proteína. Chem. Rvdo. 119, 5775–5848 (2019).

Comoglio, Y. et al. La fosfolipasa D2 regula específicamente los canales de potasio TREK a través de la interacción directa y la producción local de ácido fosfatídico. Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 111, 13547–13552 (2014).

Dart, C. Microdominios lipídicos y regulación de la función del canal iónico. J. Physiol. (Lond.) 588, 3169–3178 (2010).

Lee, A. G. Cómo los lípidos afectan las actividades de las proteínas integrales de la membrana. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 1666, 62–87 (2004).

Jost, P. C., Griffith, O. H., Capaldi, R. A. & amp Vanderkooi, G. Evidencia de lípido límite en las membranas. Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 70, 480–484 (1973).

Hesketh, T. R. y col. Los lípidos anulares determinan la actividad ATPasa de una proteína de transporte de calcio complejada con dipalmitoilecitina. Bioquímica 15, 4145–4151 (1976).

Marsh, D. & amp Barrantes, F. J. Lípido inmovilizado en membranas ricas en receptores de acetilcolina de Torpedo marmorata. Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 75, 4329–4333 (1978).

Narayanaswami, V. & amp McNamee, M. G. Interacciones proteína-lípido y función del receptor nicotínico de acetilcolina Torpedo californica. 2. Fluidez de la membrana y alteración mediada por ligando en la accesibilidad de los residuos de cisteína de la subunidad γ al colesterol. Bioquímica 32, 12420–12427 (1993).

Marsh, D. Resonancia de espín electrónico en la investigación de membranas: interacciones proteína-lípido desde desafiantes comienzos hasta el estado del arte. EUR. Biophys. J. 39, 513–525 (2010).

Hibino, H. et al. Rectificación interna de los canales de potasio: su estructura, función y roles fisiológicos. Physiol. Rvdo. 90, 291–366 (2010).

Huang, C. L., Feng, S. & amp Hilgemann, D. W. Activación directa de los canales de potasio rectificadores internos por PIP2 y su estabilización por Gβγ. Naturaleza 391, 803–806 (1998).

Kuo, A. y col. Estructura cristalina del canal de potasio KirBac1.1 en estado cerrado. Ciencias 300, 1922–1926 (2003).

Hansen, S. B., Tao, X. & amp MacKinnon, R. Base estructural de PIP2 activación del rectificador de entrada clásico K + canal Kir2.2. Naturaleza 477, 495–498 (2011). La estructura de Kir2.2 en presencia y ausencia de un PIP soluble2 analógico revela los mecanismos por los cuales PIP2 induce la compuerta del canal, un mecanismo central para todos los canales Kir.

Sun, J. & amp MacKinnon, R. Base estructural de la modulación y activación de KCNQ1 humana. Celda 180, 340–347.e9 (2020).

Dascal, N. Señalización a través de los canales de K + activados por proteína G. Celda. Señal. 9, 551–573 (1997).

Whorton, M. R. & amp MacKinnon, R. Estructura de rayos X del complejo de proteína G GIRK2-βγ de mamífero. Naturaleza 498, 190–197 (2013). La estructura unida a la proteína G de GIRK2 revela cómo la activación del canal en los canales Kir ha evolucionado para requerir la unión tanto de la proteína G como de la PIP.2.

Whorton, M. R. & amp MacKinnon, R. Estructura cristalina del canal de K + GIRK2 de mamífero y regulación de la compuerta por proteínas G, PIP2 y sodio. Celda 147, 199–208 (2011).

Mathiharan, Y.K. et al. Base estructural de la modulación del canal GIRK2 por colesterol y PIP2. Preimpresión en bioRxiv https://doi.org/10.1101/2020.06.04.134544 (2020).

Hilgemann, D. W. & amp Ball, R. Regulación del intercambio cardíaco de Na +, Ca 2+ y canales de potasio KATP por PIP2. Ciencias 273, 956–959 (1996).

Lee, K. P. K., Chen, J. & amp MacKinnon, R. Estructura molecular de KATP humano en complejo con ATP y ADP. eLife 6, e32481 (2017).

Duncan, A. L., Corey, R. A. & amp Sansom, M. S. P. Definir cómo interactúan múltiples especies de lípidos con los canales rectificadores internos de potasio (Kir2). Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 117, 7803–7813 (2020).

Lee, S. J. y col. Base estructural del control de la compuerta del canal Kir2 rectificador interno mediante fosfolípidos aniónicos a granel. J. Gen. Physiol. 148, 227–237 (2016).

Cheng, W. W. L., D’Avanzo, N., Doyle, D. A. & amp Nichols, C. G. Regulación de fosfolípidos de modo dual de los canales de potasio rectificadores internos humanos. Biophys. J. 100, 620–628 (2011).

Romanenko, V. G. y col. Sensibilidad al colesterol y orientación de la balsa de lípidos de los canales Kir2.1. Biophys. J. 87, 3850–3861 (2004).

Barbera, N., Ayee, M. A. A., Akpa, B. S. & amp Levitan, I. Simulaciones de dinámica molecular de interacciones Kir2.2 con un conjunto de moléculas de colesterol. Biophys. J. 115, 1264–1280 (2018).

Levitan, I., Singh, D. K. & amp Rosenhouse-Dantsker, A. Unión de colesterol a canales iónicos. Parte delantera. Physiol. 5, 65 (2014).

Wulff, H., Castle, N. A. & amp Pardo, L. A. Canales de potasio activados por voltaje como dianas terapéuticas. Nat. Rev. Drug Discov. 8, 982–1001 (2009).

Long, S. B., Campbell, E. B. & amp MacKinnon, R. Sensor de voltaje de Kv1.2: base estructural del acoplamiento electromecánico. Ciencias 309, 903–908 (2005).

Zaydman, M. A. et al. Los canales iónicos Kv7.1 requieren un lípido para acoplar la detección de voltaje a la apertura de los poros. Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 110, 13180–13185 (2013).

Sun, J. & amp MacKinnon, R. La estructura Cryo-EM de un complejo KCNQ1 / CaM revela información sobre el síndrome de QT largo congénito. Celda 169, 1042–1050 (2017). Esta estructura muestra por qué PIP2 es un requisito estructural para la activación de la K regulada por voltaje + canal Kv7.1. PEPITA2 promueve el acoplamiento entre el sensor de voltaje y los dominios de los poros. Este acoplamiento interdominio es una característica destacada de las interacciones canal iónico-lípido.

Lee, C. H. & amp MacKinnon, R. Estructuras del canal activado por hiperpolarización de HCN1 humano. Celda 168, 111–120.e11 (2017).

Wang, W. & amp MacKinnon, R. Cryo-EM estructura del canal de K + relacionado con el éter humano abierto hERG. Celda 169, 422–430.e10 (2017).

Clark, M. D., Contreras, G. F., Shen, R. & amp Perozo, E. Acoplamiento electromecánico en el canal de K + activado por hiperpolarización KAT1. Naturaleza 583, 145–149 (2020).

Liu, K., Li, L. & amp Luan, S. Una función esencial de los fosfatos de fosfatidilinositol en la activación de los canales de K + de tipo agitador de plantas. Planta J. 42, 433–443 (2005).

Wang, X. y col. Las proteínas TPC son canales iónicos selectivos de sodio activados por fosfoinositido en endosomas y lisosomas. Celda 151, 372–383 (2012).

Ella, J. et al. Conocimientos estructurales sobre el voltaje y la activación de fosfolípidos del canal TPC1 de mamíferos. Naturaleza 556, 130–134 (2018).

Ella, J. et al. Mecanismos estructurales de activación de fosfolípidos del canal TPC2 humano. eLife 8, e45222 (2019).

Hughes, T. E. T. et al. Conocimientos estructurales sobre la activación de TRPV5 mediante moduladores endógenos. Nat. Comun. 9, 4198 (2018). La estructura TRPV5 muestra cómo el mecanismo fundamental subyacente al PIP2 El acoplamiento entre dominios en los canales Kv7 ha evolucionado para crear un canal TRP controlado por lípidos..

McGoldrick, L. L. et al. Apertura del canal de calcio epitelial humano TRPV6. Naturaleza 553, 233–237 (2018).

Zhang, Z., Tóth, B., Szollosi, A., Chen, J. & amp Csanády, L. La estructura de un canal TRPM2 en complejo con Ca 2+ explica la regulación de la puerta única. eLife 7, e36409 (2018).

Yin, Y. et al. Base estructural del agente refrescante y la detección de lípidos por el canal TRPM8 activado en frío. Ciencias 363, eaav9334 (2019).

Zubcevic, L. et al. Estructura de microscopía crioelectrónica del canal iónico TRPV2. Nat. Struct. Mol. Biol. 23, 180–186 (2016).

Las estructuras de Gao, Y., Cao, E., Julius, D. & amp Cheng, Y. TRPV1 en nanodiscos revelan mecanismos de acción de ligandos y lípidos. Naturaleza 534, 347–351 (2016).

Fan, C., Choi, W., Sun, W., Du, J. & amp Lü, W. Estructura del canal catiónico regulado por lípidos humanos TRPC3. eLife 7, e36852 (2018).

Lichtenegger, M. et al. Una sonda controlada ópticamente identifica las fenestraciones de activación de lípidos dentro del canal TRPC3. Nat. Chem. Biol. 14, 396–404 (2018).

Bai, Y. et al. Base estructural para la modulación farmacológica del canal TRPC6. eLife 9, e53311 (2020).

Jin, P. y col. Estructura de crio-microscopía electrónica del canal de mecanotransducción NOMPC. Naturaleza 547, 118–122 (2017).

Rohács, T. en Canales catiónicos del potencial receptor transitorio de mamíferos (TRP): Volumen II (eds. Nilius, B. & amp Flockerzi, V.) 1143–1176 (Springer International Publishing, 2014) https://doi.org/10.1007/978-3-319-05161-1_18

Hite, R. K., Butterwick, J. A. & amp MacKinnon, R. Modulación con ácido fosfatídico de la función del sensor de voltaje del canal Kv. eLife 3, e04366 (2014).

Cox, C. D., Bavi, N. y Martinac, B. Mecanosensores bacterianos. Annu. Rev. Physiol. 80, 71–93 (2018).

Douguet, D. & amp Honoré, E. Transducción mecanoeléctrica de mamíferos: estructura y función de los canales iónicos activados por la fuerza. Celda 179, 340–354 (2019).

Cox, C. D., Bavi, N. & amp Martinac, B. Principios biofísicos de la transducción mecanosensorial mediada por canales iónicos. Rep. Celular 29, 1–12 (2019).

Bass, R. B., Strop, P., Barclay, M. T. & amp Rees, D. C. Estructura cristalina de Escherichia coli MscS, un canal mecanosensible y modulado por voltaje. Ciencias 298, 1582–1587 (2002).

Brohawn, S. G., del Mármol, J. & amp MacKinnon, R. Estructura cristalina del K2P TRAAK humano, un canal de iones de K + sensible a los lípidos y a los mecanismos. Ciencias 335, 436–441 (2012).

Wang, L. y col. Estructura y mecanización del canal táctil de mamíferos PIEZO2. Naturaleza 573, 225–229 (2019). Se utilizó una mezcla de espectroscopia de resonancia paramagnética de electrones y etiquetado de espín dirigido al sitio para dilucidar los grandes cambios conformacionales que conducen a la activación de la MscL bacteriana, proporcionando así una visión clara de los mecanismos subyacentes a la mecanosensación..

Guo, Y. R. & amp MacKinnon, R. Mecanismo de cúpula de membrana basado en la estructura para la mecanosensibilidad piezoeléctrica. eLife 6, e33660 (2017). Piezo destaca la increíble diversidad de estructuras de canales de iones mecanosensibles, que conducen a diversos mecanismos de funcionamiento. La estructura única de Piezo le permite responder a cambios sutiles en la tensión bicapa al detectar cambios en la curvatura de la membrana.

Zhao, Q. et al. Estructura y mecanismo de mecanizado del canal Piezo1. Naturaleza 554, 487–492 (2018).

Levina, N. et al. Proteccion DE Escherichia coli células contra la turgencia extrema mediante la activación de canales mecanosensibles MscS y MscL: identificación de genes necesarios para la actividad MscS. EMBO J. 18, 1730–1737 (1999).

Perozo, E., Cortes, D. M., Sompornpisut, P., Kloda, A. & amp Martinac, B. Estructura de canal abierto de MscL y mecanismo de activación de canales mecanosensibles. Naturaleza 418, 942–948 (2002).

Bavi, N. y col. El papel del terminal N anfipático de MscL indica un modelo para la activación de canales mecanosensibles mediada por bicapa. Nat. Comun. 7, 11984 (2016).

Liang, X. y Howard, J. Biología estructural: el piezo percibe la tensión a través de la curvatura. Curr. Biol. 28, R357 – R359 (2018).

Brohawn, S. G. Cómo los canales iónicos detectan la fuerza mecánica: conocimientos de los canales K2P mecanosensibles TRAAK, TREK1 y TREK2. Ana. NY Acad. Sci. 1352, 20–32 (2015).

Saotome, K. et al. Estructura del canal iónico activado mecánicamente Piezo1. Naturaleza 554, 481–486 (2018).

Haselwandter, C. A. & amp MacKinnon, la huella de la membrana de R. Piezo y su contribución a la mecanosensibilidad. eLife 7, e41968 (2018). Los cálculos mecánicos muestran cómo la estructura única imparte propiedades contradictorias a Piezo1: un umbral bajo para la activación y una respuesta de tracción pronunciada mientras se mantiene la selectividad iónica en el estado abierto..

Brohawn, S. G., Campbell, E. B. & amp MacKinnon, R. Mecanismo físico de activación y mecanosensibilidad del canal TRAAK K + humano. Naturaleza 516, 126–130 (2014).

Dong, Y. Y. y col. Mecanismos de activación del canal K2P revelados por estructuras de TREK-2 y un complejo con Prozac. Ciencias 347, 1256–1259 (2015).

Honoré, E., Patel, A. J., Chemin, J., Suchyna, T. & amp Sachs, F. Desensibilización de canales K2P mecanizados. Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 103, 6859–6864 (2006).

Chemin, J. y col. Un sensor de fosfolípidos controla la mecanización del canal de K + TREK-1. EMBO J. 24, 44–53 (2005).

Woo, J. y col. Los residuos triples de arginina en el extremo C-terminal proximal de los canales TREK K + son críticos para la regulación bifásica por el fosfatidilinositol 4,5-bisfosfato. Soy. J. Physiol. Cell Physiol. 316, C312 – C324 (2019).

Soussia, I. B. et al. Efecto antagonista de un dominio citoplásmico sobre la actividad basal de los canales polimodales de potasio. Parte delantera. Mol. Neurosci. 11, 301 (2018).

Gamal El-Din, T. M., Lenaeus, M. J., Zheng, N. & amp Catterall, W. A. ​​Las fenestraciones controlan el bloqueo en estado de reposo de un canal de sodio dependiente de voltaje. Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 115, 13111–13116 (2018).

Rasmussen, T., Flegler, V. J., Rasmussen, A. & amp Böttcher, B. Estructura del canal mecanosensible MscS incrustado en la bicapa de la membrana. J. Mol. Biol. 431, 3081–3090 (2019).

Reddy, B., Bavi, N., Lu, A., Park, Y. & amp Perozo, E. Base molecular de la compuerta de la fuerza de los lípidos en el canal mecanosensible MscS. eLife 8, e50486 (2019). La estructura del canal MscS reconstituido con nanodiscos lipídicos destaca las regiones de la proteína que no se resolvieron en estructuras cristalinas solubilizadas con detergente, lo que conduce a un modelo estructural revisado con importantes consecuencias mecanicistas. La nueva estructura también destaca dramáticamente la importancia de los lípidos unidos tanto en la mecanosensación como en la función del canal iónico..

Cecchini, M. y amp Changeux, J.-P. El receptor nicotínico de acetilcolina y sus homólogos procarióticos: estructura, transiciones conformacionales y modulación amperioestérica. Neurofarmacología 96, 137-149 (2015). Pt B.

Baenziger, J. E., Hénault, C. M., Therien, J. P. D. & amp Sun, J. Interacciones nicotínicas del receptor de acetilcolina-lípidos: percepción mecanicista y función biológica. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 1848, 1806–1817 (2015).

Barrantes, F. J. Conservación filogenética de motivos proteína-lípido en canales iónicos activados por ligandos pentaméricos. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 1848, 1796–1805 (2015).

daCosta, C. J. B. & amp Baenziger, J. E. Una conformación no acoplada dependiente de lípidos del receptor de acetilcolina. J. Biol. Chem. 284, 17819–17825 (2009).

Hénault, C. M. et al. Un sitio lipídico da forma a la respuesta agonista de un canal iónico controlado por ligando pentamérico. Nat. Chem. Biol. 15, 1156–1164 (2019). Se utiliza un enfoque biofísico integral para dilucidar cómo la unión de lípidos a un canal iónico controlado por ligando pentamérico altera la dinámica de las proteínas para dar forma a la respuesta inducida por agonistas..

Tong, A. et al. La unión directa de fosfatidilglicerol en sitios específicos modula la desensibilización de un canal iónico controlado por ligando. eLife 8, e50766 (2019).

daCosta, C. J. B., Dey, L., Therien, J. P. D. & amp Baenziger, J. E. Un mecanismo distinto para activar los receptores de acetilcolina nicotínicos desacoplados. Nat. Chem. Biol. 9, 701–707 (2013).

Baenziger, J. E., Morris, M. L., Darsaut, T. E. & amp Ryan, S. E. Efecto de la composición de lípidos de membrana sobre los equilibrios conformacionales del receptor nicotínico de acetilcolina. J. Biol. Chem. 275, 777–784 (2000).

daCosta, C. J. B. et al. Los lípidos aniónicos modulan alostéricamente múltiples equilibrios conformacionales del receptor nicotínico de acetilcolina. J. Biol. Chem. 284, 33841–33849 (2009).

Thompson, M. J. & amp Baenziger, J. E. Base estructural para la modulación de la función del canal iónico controlado por ligando pentamérico por los lípidos. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 1862, 183304 (2020).

Laverty, D. et al. Estructura crio-EM del α1β3γ2 GABA humanoA receptor en una bicapa lipídica. Naturaleza 565, 516–520 (2019).

Walsh, R. M. Jr. y col. Principios estructurales de distintos ensamblajes del receptor nicotínico α4β2 humano. Naturaleza 557, 261–265 (2018).

Gharpure, A. et al. Selectividad de agonista y permeación de iones en el receptor nicotínico ganglionar α3β4. Neurona 104, 501–511.e6 (2019).

Carswell, C. L., Sun, J. & amp Baenziger, J. E. Las interacciones aromáticas intramembrana influyen en las sensibilidades lipídicas de los canales iónicos activados por ligando pentamérico. J. Biol. Chem. 290, 2496–2507 (2015).

Kumar, P. y col. Estructuras crio-EM de un canal iónico dependiente de ligando pentamérico sensible a lípidos incrustado en una bicapa de fosfatidilcolina solamente. Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos 117, 1788–1798 (2020).

Manna, M., Nieminen, T. & amp Vattulainen, I. Comprensión del papel de los lípidos en la señalización mediante simulaciones atomísticas y multiescala de membranas celulares. Annu. Rev. Biophys. 48, 421–439 (2019).

Hedger, G. & amp Sansom, M. S. P. Sitios de interacción de lípidos en canales, transportadores y receptores: conocimientos recientes de simulaciones de dinámica molecular. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 1858, 2390–2400 (2016).

Enkavi, G., Javanainen, M., Kulig, W., Róg, T. & amp Vattulainen, I. Simulaciones multiescala de membranas biológicas: el desafío para comprender los fenómenos biológicos en una sustancia viva. Chem. Rvdo. 119, 5607–5774 (2019).


Enfoque tridimensional de Poisson-Nernst-Planck

La siguiente aproximación simplificadora es mantener la ecuación. 1, pero reemplace la expresión exacta por miI por una aproximación de campo medio miI que representa una especie de promedio sobre todas las posibles posiciones de los otros iones en el sistema. Esta mi se calcula utilizando la ecuación de Poisson. Esta combinación de movimiento térmico aleatorio del ion combinado con una solución de Poisson para mi se conoce como la solución de Poisson-Nernst-Plank (PNP). Aunque la mayoría de las soluciones PNP han sido para el caso 1-D (ver más abajo), recientemente se ha descrito un solucionador PNP 3-D general (Kurnikova et al., 1999). La ecuación de Nernst-Planck en estado estacionario tridimensional viene dada por:


Selección y preparación de tampones

Los iones amortiguadores deben tener la misma carga que los grupos funcionales en el medio IEX (los iones amortiguadores que llevan una carga opuesta a la de los grupos funcionales participarán en el proceso de intercambio iónico y pueden causar fluctuaciones significativas del pH durante la elución) y, preferiblemente, un valor de pKa dentro de 0,6 unidades de pH del pH de trabajo. Una excepción a esta regla se observa en el uso frecuente de tampones de fosfato con separaciones de intercambio aniónico. Sin embargo, los tampones de fosfato deben prepararse con mucho cuidado para garantizar la reproducibilidad entre lotes.

Utilice una concentración de tampón que sea suficiente para mantener la capacidad tampón y el pH constante, por lo general de 20 a 50 mM.

Utilice tampones volátiles si el producto purificado se va a liofilizar.

Apéndice 2 para recomendaciones sobre sistemas de amortiguación volátiles y no volátiles para intercambiadores de aniones y cationes.

Filtrar tampones después de que se hayan incluido todas las sales y aditivos. Utilice agua y productos químicos de alta calidad. Filtre las soluciones a través de filtros de 1 μM para tamaños de partículas superiores a 90 μM, filtros de 0,45 μM para partículas de 34 μM o filtros de 0,22 μM para tamaños de partículas inferiores a 15 μM o cuando se requieran muestras estériles o extra limpias. Para evitar la formación de burbujas de aire en una columna empaquetada, asegúrese de que la columna y los tampones estén a la misma temperatura cuando se prepare para una ejecución.

Efecto de la temperatura sobre el pH del tampón

Seleccione tampones que tengan valores de pKa adecuados para la temperatura de trabajo. El pKa de una sustancia amortiguadora varía con la temperatura. Por ejemplo, Tris ™ tiene un pKa de 8,85 a 0 ° C, 8,06 a 25 ° C y 7,72 a 27 ° C. El uso de Tris a 4 ° C a un pH de 7,9 daría una capacidad tampón muy baja y el pH de trabajo estaría fuera del rango de pH útil (pKa + 0,5) del tampón.

Prepare tampones a la misma temperatura a la que se utilizarán.

Temperaturas & lt10 ° C pueden minimizar la agregación causada por interacciones hidrofóbicas entre los componentes de la muestra. Trabajar a estas temperaturas más bajas puede ser una solución alternativa al uso de un detergente para mejorar la solubilidad.

Los contraiones (iones de sal) utilizados en IEX son casi siempre Na + para el intercambio catiónico y Cl - para el intercambio aniónico.

Las sales como el NaCl tienen un carácter caotrópico (es decir, la capacidad de hacer que el agua sea menos polar) y, por lo tanto, un menor efecto de `` formación de sal '' en las moléculas hidrófobas. Esto asegura la máxima solubilidad durante la elución y mejora la recuperación. Las sales caotrópicas también se pueden utilizar en presencia de disolventes orgánicos si es necesario. Deben evitarse las sales como (NH4) 2SO4 o K3PO4, ya que es más probable que provoquen precipitaciones en altas concentraciones.

En determinadas aplicaciones, contraiones alternativos como Li +, Br -, I -, SO4 2–, CH3COO - o

HCOO: puede mejorar e incluso alterar la selectividad ya que exhiben diferentes fuerzas de elución, pero debe tenerse en cuenta que el uso de estos iones puede afectar la capacidad de unión del medio.

La Figura 19 muestra cómo la selectividad y la resolución pueden variar cuando se utilizan diferentes contraiones.

Figura 19. Efecto de los contraiones sobre la selectividad y la resolución (Mono Q HR 5/5 ahora disponible como Mono Q 5/50 GL). Tenga en cuenta la variación en el orden de elución de los picos 3 y 4.

Utilice el siguiente procedimiento si se va a utilizar un medio con contraiones que no sean sodio o cloruro:

  1. Lave la columna empaquetada con 10 volúmenes de columna de solución salina 0,5-1 M que contiene el nuevo contraión.
  2. Lave con 10 volúmenes de columna de tampón de inicio al mismo caudal que en el paso 1.
  3. Repita los pasos 1 y 2 varias veces.

Realice un análisis en blanco para comprobar la conductividad y el pH.


Canales de iones cardíacos

De la División Cardiovascular, Departamento de Medicina, Centro Médico de la Universidad de Duke, Durham, Carolina del Norte.

El análisis de la base molecular de las arritmias cardíacas heredadas ha sido el motor de la identificación de los canales iónicos que generan el potencial de acción. Los genes que codifican todos los canales iónicos principales se han clonado y secuenciado. Los estudios han revelado una complejidad mayor de la que se había imaginado hasta ahora. Muchos canales iónicos funcionan como parte de complejos macromoleculares en los que muchos componentes se ensamblan en sitios específicos dentro de la membrana. Esta revisión describe la generación del potencial de acción cardíaco normal. Las propiedades de las principales corrientes iónicas se examinan en detalle. Se hace especial hincapié en las consecuencias funcionales de las mutaciones del canal iónico asociadas a la arritmia. La revisión concluye con un vistazo a las direcciones en las que puede conducir esta nueva electrofisiología.

El potencial de acción cardíaca

La fase 4, o el potencial de reposo, es estable a ≈ − 90 mV en las células del miocardio que funcionan normalmente.

La fase 0 es la fase de despolarización rápida. El potencial de membrana cambia a un rango de voltaje positivo. Esta fase es fundamental para la rápida propagación del impulso cardíaco (velocidad de conducción, θ = 1 m / s).

La fase 1 es una fase de repolarización rápida. Esta fase establece el potencial para la siguiente fase del potencial de acción.

La fase 2, una fase de meseta, es la fase más larga. Es único entre las células excitables y marca la fase de entrada de calcio en la célula.

La fase 3 es la fase de repolarización rápida que restaura el potencial de membrana a su valor de reposo. 1

Figura 1. Corrientes de membrana que generan un potencial de acción normal. Descanso (4), carrera ascendente (0), repolarización temprana (1), meseta (2) y repolarización final son las 5 fases del potencial de acción. Una disminución del potencial al final de la fase 3 en las células marcapasos, como el nódulo sinusal, se muestra como una línea discontinua. Las corrientes internas, IN / A, ICalifornia, y IF, se muestran en recuadros amarillos, el intercambiador de sodio-calcio (NCX) también se muestra en amarillo. Es electrogénico y puede generar corriente hacia adentro o hacia afuera. IKAch, IK1, Ipara, IKur, IKr, y IKansas se muestran en cuadros grises. La duración del potencial de acción (APD) es de aproximadamente 200 ms. Reproducido con permiso de Stanley y Carlsson. 44

Los potenciales de acción de las células marcapasos en los ganglios sinoauriculares (SA) y auriculoventriculares (AV) son significativamente diferentes de los del miocardio activo. El potencial de membrana al inicio de la fase 4 está más despolarizado (-50 a -65 mV), sufre una despolarización diastólica lenta y gradualmente se fusiona en la fase 0. La tasa de despolarización en la fase 0 es mucho más lenta que la de las células miocárdicas en funcionamiento. y da como resultado una propagación lenta del impulso cardíaco en las regiones nodales (θ = 0,1 a 0,2 m / s). Las células del sistema His-Purkinje también pueden mostrar despolarización de fase 4 en circunstancias especiales. Las características del potencial de acción cambian a través de la pared del miocardio desde el endocardio, el miocardio medio hasta el epicardio. Las células epicárdicas tienen una fase 1 prominente y el potencial de acción más corto. La duración del potencial de acción es mayor en la región miocárdica media. 2 La duración media de la duración del potencial de acción ventricular se refleja en el intervalo QT del ECG. Los factores que prolongan la duración del potencial de acción (p. Ej., Una disminución de las corrientes de K + hacia el exterior o un aumento de la corriente de Na + tardía hacia el interior) prolongan la duración del potencial de acción y el intervalo QT en el ECG. El intervalo QT de hombres y mujeres es igual durante la primera infancia. Sin embargo, en la pubertad el intervalo de los varones se acorta. 3 Los estudios se han centrado en el intervalo QT más largo de las mujeres y la posible reducción de la función del canal de K +. Sin embargo, no se ha llegado a una conclusión definitiva.

Propiedades generales de los canales de iones

La generación del potencial de acción y las diferencias regionales que se observan en todo el corazón son el resultado de la permeabilidad selectiva de los canales iónicos distribuidos en la membrana celular. Los canales iónicos reducen la energía de activación requerida para el movimiento iónico a través de la membrana celular lipofílica. Durante el potencial de acción, la permeabilidad de los canales iónicos cambia y cada ión, por ejemplo, X, se mueve pasivamente hacia abajo en sus gradientes electroquímicos (ΔV = [Vmetro−VX,] donde Vmetro es el potencial de membrana y VX el potencial de inversión del ion X) para cambiar el potencial de membrana de la célula. El gradiente electroquímico determina si un ión entra en la célula (corriente de despolarización para los cationes) o sale de la célula (corriente de repolarización para los cationes). La homeostasis de las concentraciones de iones intracelulares se mantiene mediante procesos de transporte activos y acoplados que están vinculados directa o indirectamente a la hidrólisis de ATP.

Los canales de iones tienen 2 propiedades fundamentales, la permeabilidad de iones y la compuerta. 4 La permeación de iones describe el movimiento a través del canal abierto. La permeabilidad selectiva de los canales iónicos a iones específicos es la base de la clasificación de los canales iónicos (p. Ej., Canales de Na +, K + y Ca 2+). El tamaño, la valencia y la energía de hidratación son determinantes importantes de la selectividad. La relación de selectividad de los cationes alcalinos biológicamente importantes es alta. Por ejemplo, la selectividad Na +: K + de los canales de sodio es 10: 1. Los canales de iones no funcionan como simples poros llenos de líquido, sino que proporcionan múltiples sitios de unión para los iones a medida que atraviesan la membrana. Los iones se deshidratan a medida que atraviesan la membrana, ya que se favorece la interacción ión-sitio de unión sobre la interacción ión-agua. Como una interacción enzima-sustrato, la unión del ión que permea es saturable. La mayoría de los canales iónicos están ocupados individualmente durante la permeación, ciertos canales de K + pueden estar ocupados de forma múltiple. El modelo de circuito equivalente de un canal de iones es el de una resistencia. El potencial electroquímico, ΔV, es la fuerza impulsora para el movimiento de iones a través de la membrana celular. Los resistores simples tienen una relación lineal entre ΔV y la corriente I (Ley de Ohm, I = ΔV /R= ΔVg, donde g es la conductancia del canal). La mayoría de los canales iónicos tienen una relación corriente-voltaje no lineal. Para el mismo valor absoluto de ΔV, la magnitud de la corriente depende de la dirección del movimiento de iones dentro o fuera de las células. Esta propiedad se denomina rectificación y es una propiedad importante de los canales de K +, ya que pasan poca corriente de salida a potenciales positivos (despolarizados). El mecanismo molecular de rectificación varía con el tipo de canal iónico. El bloqueo por el Mg + interno y los cationes polivalentes es el mecanismo de la fuerte rectificación hacia adentro demostrado por muchos canales de K +. 5

La compuerta es el mecanismo de apertura y cierre de los canales iónicos y es su segunda propiedad principal. Los canales de iones también se subclasifican por su mecanismo de activación: activación dependiente del voltaje, dependiente del ligando y sensible a la mecánica. Los canales iónicos activados por voltaje cambian su conductancia en respuesta a variaciones en el potencial de membrana. La compuerta dependiente del voltaje es el mecanismo más común de compuerta observado en los canales iónicos. La mayoría de los canales iónicos se abren en respuesta a la despolarización. El canal de corriente del marcapasos (IF canal) se abre en respuesta a la hiperpolarización de la membrana. La pendiente de la dependencia del voltaje de apertura o activación varía entre canales. Los canales de sodio aumentan su activación ≈e veces (2,73) para 4 mV de despolarización, en contraste, la activación del canal de K + aumenta e-veces para 5 mV de despolarización. 4

Los canales de iones tienen 2 mecanismos de cierre. Ciertos canales como los de Na + y Ca 2+ entran en un estado inactivado cerrado durante la despolarización mantenida. Para recuperar su capacidad de apertura, el canal debe someterse a un proceso de recuperación a potenciales hiperpolarizados. También se puede acceder al estado inactivo desde el estado cerrado. La inactivación es la base de la refractariedad en el músculo cardíaco y es fundamental para la prevención de la reexcitación prematura. Los múltiples mecanismos de inactivación se analizan a continuación. Si el potencial de membrana regresa abruptamente a su valor hiperpolarizado (en reposo) mientras el canal está abierto, se cierra por desactivación, una inversión del proceso de activación normal. Estas transiciones se pueden resumir en el siguiente diagrama de estados (propuesto para el canal 6 de Na +):

La transición C → I puede ocurrir desde múltiples estados cerrados. Sin embargo, debido a que estos estados no son conductores, la cinética de transición entre ellos es difícil de resolver con certeza.

La compuerta dependiente de ligando es el segundo mecanismo principal de compuerta de los canales iónicos cardíacos. El canal de esta clase más estudiado es el canal de K + activado por acetilcolina (Ach). La acetilcolina se une al receptor muscarínico M-2 y activa una vía de señalización de la proteína G, que culmina con la liberación de las subunidades Gαi y Gβγ. La subunidad Gβγ activa un canal de K + rectificador hacia adentro, IKAch que abrevia el potencial de acción y disminuye la pendiente de la despolarización diastólica en las células marcapasos. IKAch los canales son más abundantes en las aurículas y los ganglios SA y auriculoventricular. IKAch La activación es parte del mecanismo del control vagal del corazón. El canal de K + sensible a ATP, también denominado canal de K + activado por ADP, es un canal controlado por ligando distribuido abundantemente en todas las regiones del corazón. La probabilidad de apertura de este canal es proporcional a la relación [ADP] / [ATP]. Este canal acopla la forma del potencial de acción al estado metabólico de la célula. El agotamiento de energía durante la isquemia aumenta la relación [ADP] / [ATP], activa IK ATPy abrevia el potencial de acción. El potencial de acción abreviado da como resultado una menor generación de fuerza y ​​puede ser cardioprotector. Este canal también juega un papel central en el preacondicionamiento isquémico.

Los canales mecanosensibles o activados por estiramiento son los menos estudiados. Pertenecen a una clase de canales iónicos que pueden transducir una entrada física, como estirarse en una señal eléctrica a través de un cambio en la conductancia del canal. La dilatación cardíaca aguda es una causa bien conocida de arritmias cardíacas. Los canales activados por estiramiento son fundamentales para el mecanismo de estas arritmias. El impacto contundente de la pared torácica en partes del ciclo cardíaco en el momento adecuado también puede provocar PVC o fibrilación ventricular (la FV de commotio cordis). Se desconocen los canales que transforman el impacto en un evento eléctrico.

Se han clonado y secuenciado los principales canales iónicos que dan forma al potencial de acción. La Tabla 1 enumera los clones de las subunidades α primarias de los canales iónicos principales. Durante las últimas 2 décadas, el enfoque de la investigación ha sido la relación entre la estructura y función del canal, incluidos los fundamentos moleculares de los procesos de permeación y compuerta. Estudios recientes se han centrado en supraestructuras moleculares de las que forman parte los canales iónicos. 7,8 Los canales no se distribuyen aleatoriamente en la membrana, sino que tienden a agruparse en el disco intercalado en asociación con subunidades moduladoras. El canal de sodio tiene un sitio de unión para la proteína estructural ankryin y las mutaciones que afectan su sitio de unión dan como resultado LQTS o síndrome de Brugada. 9

Tabla 1. Corrientes de membrana que generan el potencial de acción

Canales de sodio

Los canales de sodio son el tipo de arco de canales iónicos activados por voltaje. 10 El canal de sodio cardíaco humano hNaV1.5 es un miembro de la familia de canales de sodio activados por voltaje (hNaV1 a 9). El canal consta de una α primaria y múltiples subunidades β secundarias. Cuando se estudia en un sistema de expresión de mamíferos, la subunidad α de hNaV1.5 es suficiente para generar corriente de sodio con características características de la corriente en células nativas. La subunidad β1 aumenta el nivel de expresión y altera la compuerta del canal de sodio neuronal. No se ha establecido una función análoga de la subunidad β1 para el canal de sodio cardíaco.

El canal de sodio consta de 4 dominios homólogos, DI - DIV 11,12 dispuestos en una simetría circular cuádruple para formar el canal (Figura 2). Cada dominio consta de 6 segmentos que atraviesan la membrana, S1 a S6. Los segmentos que atraviesan la membrana se unen alternando asas intra y extracelulares. Los bucles entre S5 y S6 de cada dominio denominados bucles P se curvan hacia atrás en la membrana para formar el poro. Cada segmento S4 tiene un aminoácido cargado positivamente en cada tercera o cuarta posición y actúa como sensor del voltaje transmembrana. El movimiento de estas cargas a través de la membrana durante la activación del canal genera pequeñas corrientes que pueden registrarse con alta resolución. Se ha sugerido que la transmisión de la transición del sensor de voltaje a S-5 es el elemento crítico de la activación de canales.

Figura 2. Organización transmembrana putativa del canal de sodio. El canal consta de 4 dominios homólogos, D1 a D1V. Los extremos amino y carboxilo son intracelulares. Las cargas positivas (+) en el cuarto segmento transmembrana son evidentes, al igual que los bucles extracelulares extendidos entre S5 y S6 de cada dominio. También se muestran ejemplos de loci en los que mutaciones funcionalmente caracterizadas causan síndrome de Brugada, LQT3, síndrome de superposición (síndrome de Brugada / LQT3) y enfermedad aislada del sistema de conducción. Reproducido con permiso de Herbert y Chahine. 46

La altamente potente neurotoxina tetrodotoxina (TTX) y la mutación sistemática de residuos en el bucle han permitido la identificación tentativa de los residuos de aminoácidos que son críticos para la permeación de iones; estos residuos incluyen aspartato, glutamato, lisina y alanina (D, E, K , y A) contribuido por D1 a D4, respectivamente. La lisina (K) en el dominio III es crítica para la selectividad de Na: K. La mutación de múltiples residuos en D4 hace que el canal no sea selectivo.

Cada canal de sodio se abre muy brevemente (& lt1 ms) durante más del 99% de las despolarizaciones. 13,14 El canal muestra ocasionalmente modos de activación alternativos que consisten en breves aperturas aisladas que ocurren después de latencias variables y prolongadas y ráfagas de aperturas durante las cuales el canal se abre repetidamente durante cientos de milisegundos. Las breves aperturas aisladas son el resultado del regreso ocasional del estado inactivo. Las explosiones de aperturas son el resultado de fallas ocasionales de inactivación. 13,15 Las mutaciones del canal de sodio que favorecen estos modos de activación lenta son la base de un subgrupo de los síndromes de QT largo (LQT3). dieciséis

La inactivación del canal de sodio es un proceso multifacético que puede ocurrir en el marco de tiempo de milisegundos, segundos o decenas de segundos, dependiendo de la duración de la despolarización antecedente. 17 En respuesta a la despolarización que dura decenas de milisegundos, el proceso es rápido. La inactivación intermedia y lenta se desarrolla durante cientos de milisegundos, por ejemplo, durante el curso del potencial de acción normal y en respuesta a trenes de potenciales de acción. La fracción de canales disponibles para abrir (1-la fracción inactivada), denotada por h, varía de ≈1 a −90 mV a cero a ≈ − 40 mV. La base estructural de la inactivación rápida del canal de sodio reside en el enlazador interdominio entre DIII y DIV (ID111 / IV). La secuencia de aminoácidos primaria de esta región está altamente conservada entre especies y subtipos de canales de sodio. La estructura terciaria de la región se ha resuelto mediante espectroscopia de RMN. 18 La forma putativa es la de un disco basculante que se pliega en la membrana para ocluir el poro. El triplete de aminoácidos isoleucina, fenilalanina, metionina (IFM) es crucial para la inactivación; la mutación IFM → QQQ anula la inactivación. 19 No se ha identificado el sitio del receptor al que se une el triplete. El término carboxilo también juega un papel importante en la inactivación de los canales de sodio.

El canal de sodio cardíaco tiene sitios de consenso para la fosforilación por la proteína quinasa (PKA), la proteína quinasa C (PKC) y la Ca-calmodulina quinasa. Datos sobre los efectos de PKA en el IN / A son controvertidos, con algunos estudios que informan una disminución en la corriente mientras que otros informan un aumento. 20-22 La fosforilación del canal por PKC da como resultado una disminución en IN / A. La modulación del canal de Na + por la glicerol-3fosfato deshidrogenasa like1 quinasa se estableció recientemente mediante la identificación de un pariente con síndrome de Brugada y una mutación en la enzima. 23 La expresión in vitro mostró que la acción enzimática se asocia con una disminución en IN / A.

Las mutaciones en el gen del canal de sodio cardíaco SCN5A se han asociado con SQTL, síndrome de Brugada, enfermedad primaria del sistema de conducción cardíaca (PCCP) y miocardiopatía dilatada (tabla 4). 24 El síndrome de QT largo es el resultado de defectos en la inactivación que potencian el componente tardío de la corriente de sodio. El componente tardío de la corriente es más sensible al bloqueo por fármacos antiarrítmicos de clase 1 que la corriente máxima. La mexiletina y la flecainida disminuyen el componente tardío de la corriente de sodio y restablecen el intervalo QT hacia la normalidad. 25,26 Se han utilizado para tratar pacientes con LQT3, especialmente en el período neonatal y en niños cuando la implantación de un DAI puede resultar técnicamente difícil. Se han descrito mutaciones en los canales de sodio en el 20% de los pacientes con síndrome de Brugada. 27 Las mutaciones reducen la corriente de Na + como resultado de la síntesis de proteínas no funcionales, la incapacidad de la proteína para dirigirse a la membrana celular o la inactivación acelerada del canal. Como subgrupo, los pacientes con mutaciones en los canales de Na + que producen el síndrome de Brugada tienen una prolongación del intervalo H-V en el estudio de electrofisiología. El mecanismo de elevación del segmento ST e inversión de la onda T en el síndrome es controvertido. Un grupo ve el síndrome principalmente como una anomalía de repolarización 28 otros ven la variante del canal de Na + como un defecto de conducción. 29 La conducción lenta desde el endocardio al epicardio da como resultado una activación epicárdica retardada. La secuencia de repolarización transmural se invierte, lo que produce cambios en la onda ST-T. Las mutaciones asociadas con la enfermedad de conducción cardíaca primaria también reducen la corriente de Na +. 30 Los síndromes clínicos incluyen disfunción del nódulo sinusal, parada auricular, bloqueo AV y bloqueo fascicular (infrahisiano). Los síndromes de superposición de LQT3, síndrome de Brugada y PCCD pueden ocurrir en la misma familia o individuo. 31 Los mecanismos por los cuales los defectos de Na + dan lugar a una miocardiopatía dilatada no se conocen bien. 32 El retraso de la conducción de larga duración y la contracción asincrónica pueden contribuir.

El canal de sodio cardíaco es el sustrato para la acción de los fármacos antiarrítmicos de clase 1 (tabla 3). Los canales abiertos e inactivos son más susceptibles de bloquearse que los canales en reposo. El bloqueo diferencial puede ser el resultado de una diferencia en la afinidad de unión o el acceso dependiente del estado al sitio de unión. 33,34 La unión del fármaco antiarrítmico ocurre principalmente durante el potencial de acción. Este bloqueo se disipa en el intervalo entre potenciales de acción. Debido a que una frecuencia cardíaca rápida se asocia con una abreviatura del período diastólico y un tiempo insuficiente para la recuperación, el bloqueo se acumula (es decir, depende del uso). Los fármacos antiarrítmicos de clase 1 pueden clasificarse de acuerdo con la cinética de desvinculación, mostrando varios fármacos una cinética de desvinculación rápida, intermedia o lenta. 35

Canales de calcio

Los iones de calcio son los principales iones de señalización intracelular. Regulan el acoplamiento excitación-contracción, la secreción y la actividad de muchas enzimas y canales iónicos. [Ca 2+]I está muy regulado a pesar de su marcada fluctuación entre la sístole y la diástole. Los canales de calcio son la principal puerta de entrada de calcio a las células, un sistema de sitios de almacenamiento intracelular, y los transportadores, como el intercambiador de sodio y calcio (NCX), también desempeñan funciones importantes en [Ca 2+]I regulación. En el músculo cardíaco, 2 tipos de canales de Ca 2+, el L- (tipo de umbral bajo) y el tipo T (tipo transitorio), transportan Ca 2+ al interior de las células. El canal de tipo L se encuentra en todos los tipos de células cardíacas. El canal de tipo T se encuentra principalmente en las células marcapasos, auricular y de Purkinje. El descriptor no calificado de canal Ca 2+ se refiere al canal de tipo L. La Tabla 2 contrasta las propiedades de los dos tipos de canales.

Tabla 2. Una comparación de los canales de Ca 2+ tipo L y tipo T

Una combinación de hasta 5 subunidades, α1, α2, β, γ y δ, se unen para formar el canal en su estado nativo. El α1c subunidad, Cav1.2, es la subunidad específica del corazón. La subunidad β aumenta la expresión del canal ~ 10 veces y acelera la cinética de activación e inactivación. Los canales de Ca 2+ tienen una estructura similar a la del canal de sodio: 4 dominios homólogos, cada uno de los cuales consta de 6 segmentos que atraviesan la membrana. El bucle P de cada dominio aporta un residuo de glutamato (E) a la estructura de los poros. Estos residuos (EEEE) son críticos para la selectividad del calcio; el canal puede convertirse de un canal sensible al Ca 2+ en uno con alta sensibilidad a los cationes monovalentes mediante la mutación de un residuo de glutamato. 36 Varios mecanismos moleculares contribuyen a un complejo sistema de inactivación. La despolarización de la membrana disminuye la fracción (d) de canales disponibles para abrir d varía de 1 a ≈ − 45 mV a 0 a cero mV. El término carboxilo tiene múltiples sitios de unión de Ca 2+ y actividad quinasa dependiente de Ca-calmodulina. El Ca 2+ en las inmediaciones del canal y la fosforilación también juegan un papel en la inactivación del canal. La recaptación de Ca 2+ por el retículo sarcoplásmico durante la despolarización prolongada puede resultar en la recuperación de la inactivación dependiente de Ca 2+ y permitir la despolarización secundaria. Esta puede ser la base de las posdespolarizaciones tempranas, EAD que desencadenan TV polimórfica en LQTS. La cinética general del canal de Ca es importante para controlar la contractilidad en respuesta a varios patrones de estimulación. A potenciales de membrana bajos (despolarizados), la recuperación de ICalifornia de la inactivación entre potenciales de acción es lenta ICalifornia disminuye en respuesta a la estimulación repetitiva y se observa una escalera negativa de contractilidad. A potenciales de reposo normales, la recuperación de ICalifornia de inactivación es rápido, y ICalifornia puede aumentar progresivamente durante la estimulación repetitiva. Esta potenciación de la contractilidad en escalera positiva o dependiente de la velocidad es dependiente de Ca 2+. Es el resultado de una mayor carga del retículo sarcoplásmico y puede ser facilitado por la fosforilación dependiente de la calmodulina quinasa II.

El síndrome de Timothy es una enfermedad multisistémica con SQTL, anomalías cognitivas, inmunodeficiencia, hipoglucemia y sindactilia que es el resultado de mutaciones de CaV1.2. 37 La mutación de glicina a arginina convierte una serina vecina en un sitio de consenso para la fosforilación por la calmodulina quinasa. La fosforilación de este sitio promueve un modo de activación lenta del canal de calcio, lo que aumenta la entrada de Ca 2+ y produce citotoxicidad. 38 Recientemente se ha descrito un síndrome de muerte súbita que combina las características del síndrome de Brugada, incluido el patrón ECG característico, y un intervalo QT corto. 39 El síndrome resulta de una pérdida de función del α1- o β2b subunidad del canal de Ca 2+ de tipo L.

El canal de Ca 2+ es el objetivo de la interacción con los fármacos antiarrítmicos de clase IV. Los principales fármacos de clase IV son la fenilalquilamina, verapamilo y la benzotiazepina, diltiazem. Ambos fármacos bloquean los canales de Ca 2+ abiertos e inactivados, provocan un bloqueo de la conducción dependiente del uso en células con potenciales de acción dependientes de Ca 2+, como las de los ganglios SA y AV, y ralentizan la frecuencia del nodo sinusal. Sin embargo, los efectos hipotensores del verapamilo pueden provocar un aumento del tono simpático y un aumento de la frecuencia cardíaca. Una tercera clase de bloqueadores de los canales de Ca 2+, las dihidropiridinas, bloquean los canales abiertos de Ca 2+. Sin embargo, la cinética de recuperación del bloqueo es lo suficientemente rápida como para que no produzcan ningún efecto cardíaco significativo, pero bloquean eficazmente el canal de Ca 2+ del músculo liso debido a su bajo potencial de reposo.

Canales de potasio

Los canales de K + cardíacos se dividen en 3 categorías amplias: dependientes de voltaje (Ipara, IKur, IKr, y IKansas), canales rectificadores de entrada (IK1, IKAch, y IKATP) y las corrientes K + de fondo (TASK-1, TWIK-1/2). Es la variación en el nivel de expresión de estos canales lo que explica las diferencias regionales de la configuración del potencial de acción en las aurículas, los ventrículos y a través de la pared del miocardio (endocardio, miocardio medio y epicardio). Los canales de K + también están altamente regulados y son la base del cambio en la configuración del potencial de acción en respuesta a la variación en la frecuencia cardíaca.

Los canales de K + activados por voltaje constan de subunidades α principales y múltiples subunidades β. Las unidades funcionales del canal también incluyen las proteínas complementarias KVproteína asociada al canal, KChAP y la KV proteína de interacción del canal, KChIP. Las principales subfamilias de subunidades α incluyen KVN.x (n = 1 a 4), el canal HERG (gen KCNH2) y KvLQT1 (gen KCNQ1). Son importantes para generar corriente hacia el exterior en el corazón. Miembros de la KVLa subfamilia N.x puede ensamblarse para formar hetero-multímeros a través de dominios amino-terminales conservados. Por el contrario, los miembros del HERG y KvLas subfamilias de LQT1 se ensamblan como homotetrameros. Las subunidades α que se ensamblan para formar los diversos tipos de canales de K + y su papel en la generación del potencial de acción se resumen en la Tabla 1. La mayoría de las subunidades β se han clonado y secuenciado. Tienen actividad oxio-reductasa. Las subunidades α pueden generar corriente de K + dependiente del voltaje cuando se expresan en sistemas heterogéneos. Sin embargo, se requieren las subunidades accesorias para recapitular las corrientes de K + observadas en las células nativas. KChAP (KCHAP) y KChIP (KCNIP2) puede aumentar la actividad del canal independientemente de la transcripción y alterar la cinética del canal. La estructura de los canales de K + activados por voltaje es similar a 1 de los 4 dominios de Na + y Ca 2 activados por voltaje. La secuencia de aminoácidos glicina-tirosina-glicina GYG es el requisito de secuencia para la selectividad de K +.

La corriente de salida transitoria se compone de una corriente de K + Ia 1 y una corriente de cloruro activada con Ca 2+, Ia 2. El primero tiene componentes rápidos y lentos, Ipara,F y Itos. Itof es el subtipo principal expresado en el atrio humano Ipara,F y Itos se expresan en el ventrículo. Las regiones del miocardio con potenciales de acción relativamente cortos, como el epicardio, el ventrículo derecho y el tabique, tienen niveles más altos de Ipara expresión. En comparación con otros canales de K + dependientes de voltaje, la activación de Ipara es rápido (tiempo de activación constante & lt10 ms). La tasa de inactivación es variable y altamente dependiente del voltaje. La estimulación α-adrenérgica reduce Ipara en miocitos humanos a través de la fosforilación dependiente de PKA. La estimulación α-adrenérgica crónica y la angiotensina II también reducen la expresión del canal. La influencia de una reducción de Ipara sobre la duración del potencial de acción varía con la especie en los roedores, una reducción en Ipara prolonga la duración del potencial de acción. En grandes mamíferos, una reducción en Ipara cambia la meseta a potenciales más positivos aumentando la activación del rectificador retardado y promoviendo una repolarización más rápida. En un modelo de roedor de hipotiroidismo, la prolongación del potencial de acción se asocia con una reducción de Ipara. La corriente también se reduce en la insuficiencia cardíaca humana, pero se asocia con una prolongación de la duración del potencial de acción. Porque el nivel de la meseta está fijado por Ipara, moduladores que disminuyen Ipara desplazar la meseta hacia el rango positivo de potenciales. Esto disminuye la fuerza impulsora electroquímica del Ca 2+ y, por lo tanto, ICalifornia.

Las corrientes retardadas del rectificador K + IKur, IKr, y IKansas están activando lentamente corrientes de salida que juegan un papel importante en el control de la repolarización. La desactivación de estos canales es lo suficientemente lenta como para que contribuyan con la corriente de salida a lo largo de la repolarización de la fase 3. IKur se expresa en gran medida en los miocitos auriculares y es la base de la duración mucho más corta del potencial de acción en la aurícula. IKr se expresa diferencialmente, con niveles elevados en la aurícula izquierda y el endocardio ventricular. IKansas se expresa en todos los tipos de células, pero se reduce en los miocitos del miocardio medio. Estas células tienen la duración de potencial de acción más larga a través de la pared del miocardio. Las subunidades α que componen las corrientes rectificadoras retardadas se resumen en la Tabla 1. Las subunidades β están asociadas con IKr y IKansas. El Péptido 1 relacionado con MinK (MiRP-1) y MinK son los más estudiados. MiRP-1 y MinK son péptidos que atraviesan una sola membrana con extremos amino extracelulares. Las subunidades β no son conductoras, pero regulan la función de la subunidad α, incluida la activación, la respuesta a la estimulación simpática y los fármacos. La estimulación β-adrenérgica regula IKr mediante la activación de la proteína quinasa A y la elevación de c-AMP. El primer efecto es inhibidor, el segundo estimulante mediante la unión al dominio de unión de nucleótidos cíclicos del canal. La estimulación α-adrenérgica es inhibitoria.

Aumenta la estimulación β-adrenérgica IKansas mediante fosforilación dependiente de PKA. Esta acción involucra un complejo de PKA, proteína fosfatasa1 y la proteína adaptadora yotaio. 7 Las mutaciones del canal iónico que alteran la función del complejo dan como resultado la prolongación del potencial de acción de LQT1. Los bloqueadores β-adrenérgicos regulan indirectamente este complejo y son opciones terapéuticas importantes en LQT1.

La corriente del canal rectificador interno Ik1 establece el potencial de membrana en reposo en las células auriculares y ventriculares. La expresión del canal es mucho mayor en el ventrículo y protege a la célula ventricular de la actividad del marcapasos. La fuerte rectificación interior de la Ik1 limita la corriente de salida durante las fases 0, 1 y 2 del potencial de acción. Esto limita la corriente de salida durante la fase positiva del potencial de acción y confiere eficiencia energética en la generación del potencial de acción. Debido a que el bloqueo de la corriente de salida por el Mg + intracelular y las poliaminas se alivia durante la repolarización, Ik1 hace una contribución significativa a la fase 3 de repolarización.

El canal de K + activado por acetilcolina es un miembro de los canales de potasio rectificadores hacia adentro acoplados a proteína G. El canal está muy expresado en los nódulos SA y AV y las aurículas, pero bajo en el ventrículo. Activación de IKAch hiperpolariza el potencial de membrana y abrevia el potencial de acción. La despolarización de la fase 4 de las células marcapasos se ralentiza. La estructura del canal es similar a la de IK1. La unión de acetilcolina al receptor muscarínico M2 activa la proteína G GI y la liberación de las subunidades G y Gβγ. La G disociadaβγ La subunidad se une al canal y lo activa. La unión de la adenosina al receptor P1 también da como resultado la liberación de Gβγ y activación del canal. Las metilxantinas como la teofilina bloquean el receptor P1 y antagonizan los efectos de la adenosina. La coexpresión del canal de K + rectificador interno Kir6.xy el receptor de sulfonilurea producen canales con propiedades similares a las nativas. IKATP.

Las mutaciones de los genes que codifican los canales de K + cardíacos son las principales causas de arritmias que resultan de una repolarización anormal (tabla 4). 40 mutaciones de KCNQ1, el gen que codifica KvLQT1 y KCNH2, el gen que codifica HERG, representan más del 80% de LQTS autosómico dominante (síndrome de Romano-Ward). La sordera neurosensorial bilateral es parte de la forma autosómica recesiva (síndrome de Jervell y Lange-Nielsen). Las mutaciones de la subunidad α KCNJ2 y las subunidades β de KVLQT1 y HERG son causas menores de LQTS. La mayoría de estas mutaciones tienen un efecto negativo dominante, se juntan con subunidades normales, pero deterioran su función. Los polimorfismos de los genes que codifican los canales de K + pueden aumentar la susceptibilidad al SQTL inducido por fármacos. Ganancia de mutaciones funcionales de IKr, IKansas, IK1 provocan una marcada aceleración de la repolarización y el síndrome de QT corto. Las mutaciones de estas subunidades también se han asociado con la fibrilación auricular familiar.

Tabla 3. Clasificación de las acciones de los fármacos antiarrítmicos

Tabla 4. La base genética de las arritmias hereditarias

Los canales de K + cardíacos son los objetivos de la acción de los fármacos antiarrítmicos de clase III. El canal HERG es muy susceptible al bloqueo por una amplia gama de fármacos que no se utilizan principalmente para tratar arritmias cardíacas, incluidos los antipsicóticos y los antibióticos macrólidos. La potente acción bloqueadora de los canales de K + de la quinidina, la procainamida y la disopiramida explica su acción prolongadora del intervalo QT y, en ocasiones, la torsade de pointes. Los bloqueadores de HERG producen un mayor bloqueo a frecuencias cardíacas lentas. El bloqueo tiende a disiparse durante las frecuencias cardíacas rápidas de una taquicardia, lo que se denomina dependencia de uso inverso. La amiodarona es excepcional porque produce un bloqueo de los canales de K + que muestra poca dependencia de uso. Aunque los fármacos antiarrítmicos han caído en desgracia para el tratamiento de la taquicardia ventricular, conservan un papel importante en la prevención de las recurrencias de la fibrilación auricular. El descubrimiento de la distribución específica auricular de IKur ha hecho de este canal un objetivo para nuevas terapias para la fibrilación auricular. La droga vernakalant es una IKur/ Bloqueador de los canales de Na y está siendo revisado por la FDA para la terminación aguda de la fibrilación auricular.

Canal controlado por nucleótidos cíclicos activados por hiperpolarización

La autorritmicidad es uno de los rasgos más característicos de las células cardíacas y reside en las células marcapasos del sistema de conducción especializado, incluidos los nódulos SA y AV, y el sistema His-Purkinje. La actividad del marcapasos inicia y mantiene la actividad eléctrica del corazón independientemente de la inervación subyacente. La despolarización diastólica de fase 4 es característica de las células marcapasos. Muchos canales iónicos contribuyen a la despolarización de la fase 4: la corriente del canal de K + activada durante el potencial de acción anterior, una corriente de fondo de Na +, el intercambio sodio-calcio, el IF canal, y los canales de Ca 2+ de tipo L y T. sin embargo, el IF El canal actual es exclusivo de este proceso. A diferencia de otros canales activados por voltaje, IF se activa por hiperpolarización negativa a ≈40 mV. El canal no es muy selectivo para Na + sobre K + y tiene un potencial de inversión (Er) de −10 a −20 mV. Por lo tanto, transporta corriente hacia el interior en todo el rango de potencial del marcapasos. La despolarización de la fase 4 reduce la membrana al umbral para la activación regenerativa de IGato y ICalifornia.

Los genes que codifican IF Los canales se han clonado y secuenciado en la última década. IF Los canales (HCN] I – HCN4 activados por hiperpolarización activados por nucleótidos cíclicos) son miembros de una familia de canales activados por voltaje activados por nucleótidos cíclicos. Aunque los miembros de esta familia de canales se expresan en el corazón y el cerebro, HCN2 y HCN4 se expresan en el corazón. La expresión está regulada tanto por el desarrollo como por la región. Los miocitos ventriculares cardíacos neonatales que muestran actividad de marcapasos expresan predominantemente HCN2. La expresión de HCN2 disminuye en la edad adulta. HCN4 es el subtipo que se expresa principalmente en el nódulo sinusal, nódulo AV y sistema de conducción ventricular. La eliminación del gen HCN4 es letal para el embrión. Los canales están formados por el ensamblaje de 4 subunidades α, cada una con una estructura análoga a la de los canales de K + activados por voltaje. La unión de cAMP a este dominio cambia la dependencia del voltaje de IF activación a potenciales más despolarizados y aumentar la tasa de descarga del marcapasos. Los protones cambian la activación de IF a potenciales más hiperpolarizados y actividad lenta del marcapasos. los IF canal es el objetivo de una nueva clase de agentes bradicárdicos, por ejemplo, ivabradina. Tienen la ventaja sobre los betabloqueantes en que reducen la frecuencia cardíaca sin la desventaja de la inotropía negativa o la hipotensión. Han demostrado su eficacia en el tratamiento de pacientes con angina estable crónica.

Recientemente han aparecido informes aislados de mutaciones en el gen HCN4. Un pariente tenía bradicardia sinusal idiopática e incompetencia cronotrófica. 41 En otra familia se han descrito bradicardia grave, prolongación del intervalo QT y torsade de pointes. IF la expresión está regulada al alza en la hipertrofia cardíaca y la insuficiencia cardíaca congestiva. Esta respuesta puede contribuir a las arritmias observadas en estos estados patológicos.

Canales de unión de brecha

El hecho de que los tejidos cardíacos estén formados por células discretas fue una observación fundamental en biología celular. La rápida conducción del impulso cardíaco requirió la presencia de conexiones de baja resistencia entre las células cardíacas. 42 La velocidad de propagación en un cable uniforme está inversamente relacionada con la resistencia intercelular (interna). La baja resistencia interna favorece la conducción rápida. Los canales de unión gap forman las conexiones de baja resistencia entre las células cardíacas. 43 En los jóvenes, las uniones gap se distribuyen ampliamente sobre la superficie de las células. Las células se alargan y se disponen en haces paralelos en el corazón adulto, y las uniones entre huecos se localizan principalmente en los extremos de las células. La densidad de las uniones gap es menor en los márgenes laterales de las células, en particular los miocitos del sistema de conducción. Esta distribución no uniforme de uniones gap cambia el patrón y la seguridad de la conducción. La propagación se produce rápidamente a través del citoplasma de las células y se ralentiza en las uniones intercelulares, es decir, la conducción es discontinua. La conducción es más rápida en la dirección longitudinal, con relaciones de velocidad de 3 a 8 para la dirección longitudinal en comparación con la dirección transversal. La mayor densidad de la unión entre huecos en la dirección longitudinal da como resultado la descarga de la corriente excitadora durante la propagación. Es más probable que falle la conducción longitudinal. La conducción es más sostenida en la dirección transversal y puede ocurrir a velocidades muy lentas.

Cada una de un par de células vecinas aporta hemicanales o conexiones a la unión. Las conexiones están formadas por 6 conexiones. Estos son los bloques de construcción fundamentales de la unión. Tres tipos de conexinas se expresan en el corazón y se definen en función de su peso molecular: conexina 40, conexina 43 y conexina 45 (pesos moleculares 40, 43 y 45 kDa). Connexin 43 es la conexina principal expresada en el corazón. Las diferencias regionales en el tipo y distribución de conexinas son determinantes importantes de la propagación pasiva de la excitación sobre fronteras como las de los nodos SA y AV. Las conexinas pueden ensamblarse como canales homomultiméricos o heteromultiméricos.

La conductancia de los canales de unión gap está regulada en estados de salud y enfermedad. La fosforilación de la proteína quinasa A y el pH bajo disminuyen la conductancia de la unión. Este último puede ser un factor importante que contribuya a la conducción lenta durante la isquemia aguda. Con el envejecimiento, la densidad de las uniones gap disminuye y las células se separan por tabiques de tejido conectivo. Esto favorece la aparición de conducción lenta, electrogramas extracelulares fraccionados y bloqueo.

Las uniones gap son el objetivo de una nueva clase de fármacos antiarrítmicos. 44 Un péptido antiarrítmico (AAP) inhibe el enlentecimiento de la conducción inducida por isquemia. Un rotigaptido análogo previene la taquicardia ventricular inducida por isquemia.

Direcciones futuras

La clonación y secuenciación de los genes del canal iónico que regulan el potencial de acción promete que estos genes podrían manipularse para tratar arritmias. Se ha establecido una prueba de principio. El problema inicial abordado es el control de la respuesta ventricular en la fibrilación auricular. Los bloqueadores β-adrenérgicos son los fármacos más utilizados para controlar la respuesta ventricular en la fibrilación auricular. La inhibición adrenérgica disminuye el [cAMP] intracelular y la corriente de Ca 2+. Esto ralentizaría la conducción sobre el nodo AV. Donahue y sus colegas desarrollaron una estrategia indirecta para disminuir la actividad simpática en las células del nódulo AV. 45 Insertaron la proteína G inhibitoria Gαi en un vector adenoviral. El vector adenoviral-Gαi La construcción se infundió en la arteria del nódulo AV de cerdos con fibrilación auricular. GRAMOαi la sobreexpresión disminuyó la frecuencia cardíaca en la fibrilación auricular en un 20% en comparación con el estado sin fármaco. La persistencia del efecto fue limitada y la administración del vector sería un desafío en la situación clínica.

El síndrome del seno enfermo es la causa más común de implantación de marcapasos permanente. Una estrategia genética para tratar la insuficiencia del nódulo sinusal sería atractiva. En una contribución anterior a esta serie, Rosen y sus colegas proporcionaron una revisión de vanguardia sobre el enfoque genético para el desarrollo de marcapasos biológicos mediante la manipulación del gen HCN4. 47 Los marcapasos biológicos tienen tasas relativamente lentas. El esfuerzo inicial se centra en el marcapasos biológico que complementará, en lugar de reemplazar, al marcapasos normal del nódulo sinusal.

Divulgaciones

El Dr. Grant ha recibido honorarios de Boston Scientific, Medtronic, St Jude Medical y Sanofi Aventis.


Fuerzas motrices

La permeabilidad de una membrana se puede definir como la velocidad de difusión pasiva de moléculas impregnadas a través de la biomembrana. Se acepta unánimemente que la permeabilidad de cualquier molécula específica depende principalmente del número de carga, polaridad, tamaño y, en cierta medida, de la masa molar de la molécula. Sin embargo, debe tenerse en cuenta que tanto la naturaleza de la bicapa como los entornos predominantes también pueden desempeñar un papel importante. Como se mencionó anteriormente, debido a la inevitable naturaleza hidrófoba de las biomembranas, las moléculas pequeñas sin carga atraviesan la membrana más fácilmente que las grandes y cargadas [6].

Con especies cargadas (por ejemplo, Na +), el efecto del potencial de membrana (V) deberia ser tomado en un cuenta. La mayoría de las células se caracterizan por una diferencia de potencial de membrana de -70 mV (Vdentro - Vfuera de). Consideremos primero un ejemplo de ion Cl - para aclarar el problema. Para Cl -, el gradiente de concentración se dirige hacia el interior de la celda (CExtracelular = 125 mM y amperio CIntracelular = 9 mM). Por lo tanto, existe una fuerza impulsora de difusión para que el Cl - se difunda a lo largo del gradiente de concentración hacia la célula. Sin embargo, el campo eléctrico se dirige hacia la celda (Vdentro & lt Vfuera de), expulsando iones cargados negativamente. Por lo tanto, se logra un equilibrio cuando la entrada y la salida de Cl - se nivelan entre sí. El potencial de membrana en el que se produce este equilibrio se denomina potencial de equilibrio y se puede calcular mediante la ecuación de Nernst [7]:

Tenga en cuenta que esta relación se obtuvo a partir de la ecuación de transporte de iones para un cambio de energía libre de Gibbs cero (es decir, equilibrio termodinámico).

Entonces, sería útil definir una diferencia de potencial de fuerza impulsora como VDF = Vcelda - Vequilibrio. Según esta definición, negativo VDF significa captación pasiva y salida de cationes y aniones, respectivamente. Por ejemplo, para el caso de Cl -, VDF = 0,3 mV que indica la difusión de Cl - en la celda. Lo mismo es cierto para Na + donde VDF = -127,3 mV. Sin embargo, este no es el caso de otros iones como K + que serán expulsados ​​por el potencial eléctrico neto. VDF de 11,2 mV.

Además, enorme VDF valores (gran diferencia entre Vcelda y Vequilibrio) de algunos iones como Na +, K + y Ca + sugieren que existen otras fuerzas además de los gradientes químicos y eléctricos necesarios para el transporte. En tales condiciones, se requieren transportadores pasivos (canales de proteínas) o activos para la transferencia de iones.


Flujo de trabajo de cromatografía de intercambio iónico

Después de cargar una muestra de proteína impura en una columna de cromatografía de intercambio iónico, la columna se lava para eliminar las proteínas no deseadas y otras impurezas, y luego se eluyen las proteínas de interés utilizando un gradiente de sal o un cambio de pH.

Fig. 3. Elución en gradiente de sal. Elución de proteínas ( rastro azul ) con un gradiente de sal creciente ( rastro rojo ).

Los iones de sal cargados compiten con las proteínas unidas por los grupos funcionales de resina cargados. Las proteínas con pocos grupos cargados eluirán a bajas concentraciones de sal, mientras que las proteínas con muchos grupos cargados tendrán mayor tiempos de retención y eluir a altas concentraciones de sal.

Aunque es menos común, un gradiente de pH también se puede utilizar para elución. Aquí, se elige un gradiente de pH que se aproxime a la proteína de interés & rsquos pI. Las proteínas eluirán cuando el gradiente de pH alcance su pI, porque ya no llevarán una carga neta que les permita interactuar con la resina de la columna.

Para eluir proteínas de una resina de intercambio aniónico, se elige un gradiente de pH decreciente, mientras que se elige un gradiente de pH creciente para la elución de los intercambiadores de cationes.

Fig. 4. Elución de proteína (traza azul) con un gradiente de pH creciente (traza roja).

Dado que es muy difícil generar gradientes de pH lineales reproducibles y precisos, generalmente se elige un gradiente escalonado cuando se usa pH para la elución.

Por último, el pH se puede usar para refinar la elución cuando se usa un gradiente de sal. La alteración del pH del tampón de elución puede afectar la resolución del método:

Fig. 5. El pH puede alterar la resolución de un método. Tres cromatogramas superpuestos que muestran cómo el cambio de pH de 6,5 a 8,5 cambia el perfil de elución cuando se eluye utilizando un gradiente de sal.

Nota: Algunas proteínas se desprenden de la solución a un pH igual a su pI. Para estas proteínas, la elución con un gradiente de pH puede no ser posible.


Capítulo 12

Tanto el K + como el Na + se mantienen en altas concentraciones dentro de la célula.

El K + y el Na + están presentes en la misma concentración en ambos lados de la membrana plasmática.

El K + es el ion con carga positiva más abundante fuera de la célula, mientras que el Na + es el más abundante en el interior.

Dentro de la celda, la cantidad de iones cargados positivamente es casi igual a la cantidad de iones cargados negativamente.

Dentro de la celda, la cantidad de iones cargados positivamente es mucho mayor que la cantidad de iones cargados negativamente.

Dentro de la celda, la cantidad de iones cargados positivamente es mucho menor que la cantidad de iones cargados negativamente.

Dentro de la celda, no hay iones cargados negativamente.

Tanto los canales como los transportadores discriminan entre solutos principalmente en función del tamaño y la carga eléctrica.

Los canales permiten el paso de solutos que son transportadores cargados eléctricamente facilitan el paso de moléculas que no están cargadas.

Los canales discriminan entre solutos principalmente sobre la base del tamaño y los transportadores de carga eléctrica unen sus solutos con gran especificidad de la misma manera que una enzima se une a su sustrato.

Los canales permitirán el paso de cualquier soluto siempre que tenga una carga eléctrica. Los transportadores unen sus solutos con gran especificidad de la misma manera que una enzima se une a su sustrato.


¿Cómo depende el caudal de los canales de iones de la longitud del filtro de selectividad? - biología

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Abstracto

El agua en las interfaces gobierna muchos procesos a escala molecular, desde reacciones electroquímicas y enzimáticas hasta el plegamiento de proteínas. Aquí nos centramos en el transporte de agua a través de poros proteicos que son tan estrechos que las moléculas de agua no pueden superarse entre sí en el poro. Después de una breve introducción a la teoría del transporte de un solo archivo, analizamos experimentos en los que la permeabilidad unitaria al agua, pagF, de proteínas de los canales de agua (acuaporinas, AQP), canales de potasio (KcsA) y antibióticos (derivados de la gramicidina-A). También se proporciona un breve resumen de los métodos subyacentes (microscopía electroquímica de barrido, espectroscopía de correlación de fluorescencia, mediciones de la dispersión de luz vesicular). Concluimos que pagF aumenta exponencialmente con un número decreciente norteH de enlaces de hidrógeno que donan o aceptan residuos en la pared del canal. La varianza en norteH es responsable de un cambio de más de cien veces pagF. La penalización por deshidratación en la boca del canal tiene un efecto menor en pagF. El intrincado vínculo entre pagF y la barrera de energía de activación de Gibbs, ΔGRAMO t, ya que el flujo de agua sugiere que las transiciones conformacionales de los canales de agua actúan como un tercer determinante de pagF.


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