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Medición de despolarizaciones sobre la membrana.

Medición de despolarizaciones sobre la membrana.



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Medir el potencial de reposo de una membrana es relativamente fácil y sencillo: coloque un electrodo dentro de la neurona y el otro (el "contraelectrodo") fuera de la neurona.

Debido a que todo está en equilibrio (estado estacionario), no es importante dónde exactamente dentro de la neurona coloque el primer electrodo, y menos importante aún dónde, fuera de la neurona, coloque el contraelectrodo: en el líquido extracelular junto a la neurona o dentro de un recipiente. lleno de líquido extracelular colocado en cualquier lugar. Incluso se puede conectar el otro electrodo a tierra (un pararrayos), si lo hace de manera consistente (en todas las mediciones).

Pero ahora considere que desea medir la propagación de la despolarización a lo largo de la membrana midiendo el potencial de la membrana en dos ubicaciones diferentes de la membrana: coloca un electrodo debajo de la membrana en el punto $ p_1 $ (y su contraelectrodo al suelo). Y coloca otro electrodo debajo de la membrana en el punto $ p_2 $ (y su contraelectrodo al suelo).

Ahora parece posiblemente importante dónde exactamente dentro de la neurona coloque los dos electrodos: la distancia desde la membrana podría marcar una diferencia significativa. (Pero tal vez no).

Lo que probablemente haría una diferencia significativa: dado que las composiciones iónicas del líquido extracelular en las proximidades de $ p_1 $ y $ p_2 $ serán diferentes, podría ser importante conectar los contraelectrodos no al suelo (o a algún volumen de normal líquido extracelular) sino a los puntos correspondientes $ p_1 '$, $ p_2' $ directamente opuestos a $ p_1 $, $ p_2 $ en el otro lado de la membrana.

Enfaticé puede ser importante porque en la práctica puede que no sea importante. Para eso es mi pregunta:

¿Está bien, incluso para la medición de la dinámica de las despolarizaciones, conectar los contraelectrodos al suelo (aunque solo sea de manera consistente)? ¿Cuál sería la diferencia en los voltajes medidos? ¿Se pueden cancelar de manera determinante?


Es extremadamente importante dónde coloca el electrodo al medir estructuras tan delicadas como las dendritas (que es cuando desea comparar los cambios de voltaje entre dos partes de una neurona). Por eso pones tu electrodo dentro la dendrita. Cada electrodo de registro tiene su propia tierra que va dentro del baño, es decir, fuera del tejido neural. Alternativamente, puede observar cambios de fluorescencia de un indicador dependiente de calcio o voltaje que haya introducido en su interior.

https://www.janelia.org/sites/default/files/Labs/Spruston%20Lab/Stuart_Spruston_2015.pdf


Medición de despolarizaciones sobre la membrana - Biología

La medición de la actividad eléctrica en un gran número de células con alta resolución espacial y temporal es un problema fundamental para el estudio del desarrollo neuronal y el procesamiento de la información. Para abordar este problema, hemos construido una nueva sonda codificada genéticamente que se puede utilizar para medir el voltaje transmembrana en células individuales. Fusionamos una proteína verde fluorescente modificada (GFP) en un canal de K + sensible al voltaje para que los reordenamientos dependientes del voltaje en el canal de K + induzcan cambios en la fluorescencia de GFP. La sonda tiene un cambio de fluorescencia fraccional máximo del 5,1%, lo que la hace comparable a algunos de los mejores tintes orgánicos sensibles al voltaje. Además, la señal fluorescente se expande en el tiempo de una manera que hace que la señal sea 30 veces más fácil de detectar. Un sensor de voltaje codificado en el ADN tiene la ventaja de que puede introducirse en un organismo de forma no invasiva y dirigirse a etapas de desarrollo específicas, regiones del cerebro, tipos de células y compartimentos subcelulares.


El potencial de acción & # 8211 no es tan puntiagudo.

Los entresijos del potencial de acción se enseñan a todos los estudiantes de neurociencia. Las neuronas, cuando se excitan, generan un potencial de acción que se propaga a lo largo del axón hasta la terminal nerviosa, donde provoca la liberación cuantificada de transmisores neuroquímicos desde las vesículas hacia la hendidura sináptica. Las moléculas transmisoras se difunden a través de la sinapsis, se unen a los receptores de la célula postsináptica y hacen que también genere un potencial de acción.

Se dio por sentado que el potencial de acción es todo o nada. En otras palabras, una neurona solo generará un impulso eléctrico si su membrana está polarizada más allá de un cierto punto (el & lsquothreshold & rsquo); de lo contrario, permanecerá en su estado de reposo.

Por lo tanto, se piensa que las neuronas de los vertebrados son algo así como interruptores digitales que están encendidos o apagados, generando potenciales de acción o en reposo. Se pensaba que el principal determinante de la actividad neuronal era la frecuencia de las señales eléctricas recibidas por una célula.

Sin embargo, dos estudios recientes indican que las neuronas también pueden usar señalización analógica.

Alle y Geiger y Shu et al ahora muestran que la liberación de neurotransmisores desde la terminal nerviosa puede verse influenciada por pequeñas fluctuaciones sub-umbral en el potencial de membrana en el cuerpo celular.

Un estudio analizó las fibras musgosas del hipocampo y el otro las células piramidales de la capa 5 de la corteza. Ambos muestran que la longitud sobre la que decae un evento de membrana por debajo del umbral a medida que se propaga desde su punto de origen es mucho más larga de lo que se pensaba anteriormente.

Shu et al demuestran que las despolarizaciones de 10 mV del potencial de membrana del cuerpo celular pueden aumentar la liberación del transmisor hasta en un 30%, probablemente debido al ensanchamiento del pico (un retorno más lento al potencial de reposo). En los experimentos realizados por Alle y Geiger, se demostró que las despolarizaciones del cuerpo celular aumentan la amplitud de los potenciales de acción producidos en la célula postsináptica.

Los fisiólogos, hasta ahora, no han notado cómo estos cambios graduales en el potencial de membrana pueden afectar la liberación de neurotransmisores. Esto se debe principalmente a que la actividad eléctrica de las neuronas generalmente se investiga mediante el uso de microelectrodos para realizar registros extracelulares, y este método no registra las fluctuaciones por debajo del umbral del potencial de membrana.

Es bien sabido que las neuronas invertebradas pueden liberar neurotransmisores en respuesta a cambios menores en el potencial de membrana. Sin embargo, el umbral está mucho más cerca del potencial de reposo en estas células que en las neuronas de vertebrados investigadas en los experimentos actuales.

Estos estudios muestran que las neuronas de los vertebrados pueden funcionar como las de los organismos inferiores. Además, las neuronas de los vertebrados en cuestión están involucradas en el procesamiento de información para funciones complejas como la memoria y la cognición. ¿Podría ser la arrogancia lo que nos llevó a suponer que las neuronas de los vertebrados funcionan de manera diferente a las neuronas de los invertebrados?

Los conceptos básicos de la función cerebral, que se pensaba que se entendían bien, en realidad son mucho más complejos de lo que se pensaba anteriormente. Sin duda, queda mucho por descubrir. El mecanismo del potencial de acción fue descubierto hace 50 años en un conjunto clásico de experimentos de Hodgkin y Huxley, quienes usaron microelectrodos para medir los movimientos de la carga eléctrica a través de la membrana del axón del calamar gigante en respuesta a la estimulación eléctrica.

Las neuronas tienen una baja concentración de iones de sodio y una alta concentración de iones de potasio con respecto al exterior de la célula. En tal situación, los iones tienden a descender por su gradiente de concentración (es decir, de un área de alta a un área de baja concentración). La membrana de las células nerviosas evita esta difusión (aunque hay alguna fuga) y, en cambio, puede controlar con precisión el movimiento de los iones en ambas direcciones. Es este movimiento controlado de iones a través de la membrana de las células nerviosas lo que subyace al potencial de acción.

En su estado de reposo, se dice que una neurona está polarizada, es decir, el interior de su membrana (el neurolema) está cargado negativamente con respecto al exterior, debido a una alta concentración de iones cargados negativamente en el interior de la membrana. . Los libros de texto generalmente le dan a este "potencial de forestación" un valor promedio de & ndash70millivoltios (9mV).


GENERACIÓN DE PATRONES CENTRALES DE ACTIVIDADES LOCOMOTORAS ANTEELIMB Y POSTERIOR EN EL GATO

Registro intracelular de las motoneuronas de las extremidades anteriores / Fig.3 /

Las despolarizaciones de membrana de las motoneuronas, acompañadas o no de disparo, se relacionaron con las variaciones de actividad en los nervios correspondientes. Brindaron más precisiones sobre la sincronización de las órdenes locomotoras, ya que revelaron las excitaciones subumbrales que podrían preceder o durar más que las descargas nerviosas en 200 mseg o más, y así confirmaron que los períodos de transición entre ráfagas F y E tienen duraciones significativas. En F / n = 10 / y E / n = 20 / motoneuronas / Fig 3A, B /, las variaciones del potencial de membrana consistieron en una despolarización dentro de cada ciclo locomotor, con cursos de tiempo opuestos. En las motoneuronas de los músculos del hombro / Fig. 3C, D /, los cambios de potencial de membrana fueron más complejos. En las motoneuronas sSc / n = 20 /, hubo dos despolarizaciones principales, una antes y otra al final del estallido F, separadas por un claro aumento del potencial de membrana durante este estallido. La despolarización persistió durante el estallido E. En T maj motoneuronas / n = 10 /, las variaciones fueron opuestas: las despolarizaciones ocurrieron durante el estallido F y al comienzo y al final del estallido E.

Fig. 3 . Registro intracelular de motoneuronas de las extremidades anteriores / mn /. Calibración de potencial de membrana: 20 mV.


Biología celular Capítulo 22: Mecanismos de transducción de señales I

Una extensión son múltiples dendritas ramificadas que reciben e integran señales eléctricas.

Para las uniones neurona a neurona, las sinapsis ocurren entre un axón y una dendrita, pero también pueden ocurrir entre dos dendritas.

El potencial de electrones resultante se denomina potencial de membrana en reposo (Vm).

Las células se difunden desde una concentración alta a una concentración baja (por ejemplo, el gradiente de concentración de iones potasio favorece la difusión hacia el exterior)

Electroneutralidad: las celdas en una solución deben estar en pares de carga neutra, contraiones (K es el contraión de los aniones, el cloro es el contraión del sodio).

El axón gigante de calamar muy grande se ha utilizado para estudios de transmisión nerviosa desde la década de 1930

Su gran tamaño permite una fácil inserción de microelectrodos para medir y controlar potenciales eléctricos.

El potencial de membrana en reposo (RMP) se puede medir
- Los electrodos comparan la relación de carga negativa a positiva dentro y fuera de la celda.
- debido a que el interior de la membrana plasmática es negativo, existe un potencial negativo
- El RMP es de aproximadamente -60 mV (milivoltios) para el axón gigante de calamar

Cuando un canal está inactivo, no puede reabrirse inmediatamente, incluso si se le estimula a hacerlo.

La inactivación es causada por parte del canal llamado partícula inactivante que se inserta en la abertura del canal. Para que el canal se vuelva a abrir, la partícula debe eliminarse. Las proteasas que inhiben la partícula hacen que el canal permanezca abierto.

La epilepsia es una disfunción de los canales de Na +. La ataxia (trastorno de la coordinación muscular) es un mal funcionamiento de K +.

La ecuación de Nernst describe la relación entre el potencial de membrana y la concentración de iones

La ecuación de Goldmann describe los efectos combinados de los iones sobre el potencial de membrana


Indicadores de voltaje fluorescente de molécula pequeña para estudiar el potencial de membrana

Los sensores de voltaje óptico prometen un seguimiento de alta velocidad del potencial de membrana en las neuronas.

Existen varias clases de indicadores de voltaje de moléculas pequeñas.

Los indicadores de voltaje que utilizan la transferencia de electrones como disparador proporcionan velocidad y sensibilidad.

Los indicadores de voltaje de transferencia de electrones se pueden ajustar en una gama de colores.

Los indicadores de voltaje fotoactivables mejoran el etiquetado en sistemas heterogéneos.

Las imágenes de voltaje tienen el potencial de desentrañar las contribuciones que los cambios rápidos en el voltaje de la membrana hacen a la fisiología celular, especialmente en el contexto de la neurociencia. En particular, los fluoróforos de molécula pequeña son especialmente atractivos porque, en teoría, pueden proporcionar mediciones rápidas y sensibles de la dinámica del potencial de membrana. Se discutirán varias clases de indicadores de voltaje de moléculas pequeñas, incluidos los tintes con sensores de voltaje de dos fotones mejorados, perfiles ópticos del infrarrojo cercano para su uso en en vivo aplicaciones e indicadores basados ​​en transferencia de electrones recientemente desarrollados, o VoltageFluors, que se pueden sintonizar en un rango de longitudes de onda para permitir la manipulación y medición de voltaje totalmente ópticas. También se discutirán las limitaciones y una "lista de deseos" para los indicadores de voltaje.


Toxinas y enfermedades

Muchas toxinas naturales se dirigen a los canales iónicos. Los ejemplos incluyen la tetrodotoxina, bloqueadora de los canales de sodio dependiente de voltaje, que es producida por bacterias residentes en los peces globo (pez globo) y varios otros organismos, el antagonista irreversible del receptor nicotínico de acetilcolina alfa-bungarotoxina, del veneno de serpientes del género Bungarus (kraits) y alcaloides de origen vegetal, como la estricnina y la d-tubocurarina, que inhiben la activación de los canales iónicos que abren los neurotransmisores glicina y acetilcolina, respectivamente. Además, un gran número de fármacos terapéuticos, incluidos los anestésicos locales, las benzodiazepinas y los derivados de las sulfonilureas, actúan directa o indirectamente para modular la actividad de los canales iónicos.

Las mutaciones hereditarias en los genes de los canales iónicos y en los genes que codifican las proteínas que regulan la actividad del canal iónico se han relacionado con una serie de enfermedades, incluida la ataxia (la incapacidad para coordinar los movimientos musculares voluntarios), la diabetes mellitus, ciertos tipos de epilepsia y las arritmias cardíacas (irregularidades en latido). Por ejemplo, las variaciones genéticas en los canales selectivos de sodio y potasio, o en sus subunidades reguladoras asociadas, subyacen en algunas formas de síndrome de QT largo. Este síndrome se caracteriza por una prolongación del tiempo de despolarización de los potenciales de acción de los miocitos cardíacos, lo que puede provocar arritmias fatales. Además, las mutaciones en los canales de potasio sensibles al trifosfato de adenosina (ATP) que controlan la secreción de insulina de las células del páncreas son la base de algunas formas de diabetes mellitus.


Medición de ósmosis y hemólisis de glóbulos rojos.

Desde el descubrimiento de la composición y estructura de la membrana celular de los mamíferos, los biólogos han tenido una comprensión más clara de cómo las sustancias entran y salen del interior de la célula. La naturaleza selectivamente permeable de la membrana celular permite el movimiento de algunos solutos e impide el movimiento de otros. Esto tiene consecuencias importantes para el volumen celular y la integridad de la célula y, como resultado, es de suma importancia clínica, por ejemplo, en la administración de infusiones intravenosas isotónicas. Los estudiantes a menudo confunden los conceptos de osmolaridad y tonicidad, ya que los solutos isosmóticos impermeables como el NaCl también son isotónicos; sin embargo, los solutos isosmóticos como la urea son en realidad hipotónicos debido a la naturaleza permeable de la membrana. Al colocar glóbulos rojos en soluciones de diferentes osmolaridades y tonicidades, este experimento demuestra los efectos de la ósmosis y los cambios resultantes en el volumen celular. Usando soluciones estándar de hemoglobina, donde se producen concentraciones conocidas de hemoglobina, se puede estimar la proporción de hemólisis y el efecto de esta sobre el hematocrito resultante. No se produce ningún cambio en el volumen celular en el NaCl isotónico y, al colocar los glóbulos en el NaCl hipotónico, se produce una hemólisis incompleta. Al cambiar la solución de baño a agua destilada o urea isosmótica, se produce una hemólisis completa debido a sus efectos hipotónicos. Con el uso de sangre animal en esta práctica, los estudiantes obtienen una experiencia útil en el manejo de fluidos tisulares y en el cálculo de diluciones y pueden apreciar la ciencia detrás de los escenarios clínicos.

Palabras clave: manipulación de fluidos tisulares hematocrito osmolaridad tonicidad.


Medición de despolarizaciones sobre la membrana - Biología

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La biología química es un campo floreciente que rápidamente se ha vuelto prominente. Este aumento de interés ha sido impulsado por la aplicabilidad de la biología química para comprender procesos críticos en células vivas u organismos modelo en tiempo real. Este éxito se debe a que la biología química se encuentra a caballo entre la química, la biología y la física. Por lo tanto, la biología química puede aprovechar la química rápida para observar o perturbar procesos biológicos, que a su vez se informan mediante ensayos físicos, todo en una entidad viviente que de otro modo no se verá perturbada. Aunque sus límites son infinitos, la naturaleza multidisciplinaria de la biología química puede hacer que el campo parezca abrumador. ¡Rogamos diferir! Aquí, deconstruimos la biología química en sus componentes centrales y volvemos a empaquetar el material. En el proceso, construimos para cada estudiante un banco de conocimientos prácticos y teóricos que los guiará hacia la comprensión y el diseño de sus propios experimentos de biología química. Discutiremos la fluorescencia como un lenguaje general utilizado para leer fenómenos biológicos tan diversos como la localización de proteínas, la tensión de la membrana, los fenómenos de superficie y la actividad enzimática. Procederemos a discutir las estrategias de etiquetado de proteínas y el diseño de proteínas de fusión. Luego discutiremos el mecanismo de biología química y los esfuerzos de detección a mayor y mayor escala. Los aspectos más destacados incluyen una gran cantidad de datos nuevos, adaptados en los videos de laboratorio, y una gran cantidad de presentadores capacitados.

Рецензии

Increíble curso, el mejor en el que me inscribí hasta ahora aquí, muy bien construido y me acostumbré a la sencilla y fantástica enseñanza del Dr. Marcus Long, contento de haber pasado tiempo estudiando este tema.

Tema muy desafiante pero interesante. Esta es la ciencia del siglo XXI para revolucionar la biología de sistemas y otros campos de la ciencia.

¡Una regla sobre el tiempo y el espacio! Ensayos fluorescentes para medir parámetros complejos en tiempo real

Aquí discutiremos cómo diferentes técnicas fluorescentes han encontrado aplicaciones fantásticamente útiles para comprender procesos de regulación biológica específicos in vitro y en células vivas. Nos centraremos en la regulación de la cromatina y la regulación de la tensión de la membrana, ya que son dos sistemas que, sin estas técnicas, no tendríamos el nivel de comprensión que tenemos hoy.

Преподаватели

Robbie Loewith

Marcus J. C. Long

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Las membranas están formadas por lípidos y proteínas muy empaquetados a través de interacciones hidrofóbicas. Este empaque puede evolucionar de muchas formas diferentes. En particular, la tensión de los lípidos puede generar lípidos más extendidos. Como puede ver en la parte más oscura de esta membrana, los lípidos están muy juntos. Estos lípidos representan un área de baja tensión. En la parte clara de la membrana, ves que los lípidos están más separados y esta es una zona de alta tensión. ¿Cómo podemos pensar en esto? La membrana lipídica se une estrechamente a través de fuerzas hidrofóbicas cohesivas de la cadena de acilo (ácido graso) que empaqueta el lípido. Estas fuerzas son globalmente invariantes a través de la membrana, por lo que debe haber otra fuerza que separe los lípidos. Esta es la tensión. Esta tensión esencialmente combate las fuerzas hidrófobas de la membrana para separar los lípidos. La pregunta es, ¿cómo podemos medir esta tensión? Aquí se muestra la técnica clásica de medición de la tensión de la membrana. Es una técnica mecánica en la que se extrae un tubo delgado de membrana de la membrana plasmática de la célula utilizando una perla en una trampa óptica. Esta perla está realmente recubierta con un reactivo, en este caso, concanavalina A que se une a la membrana plasmática de la célula. Cuando se sujeta en la trampa y se separa, extrae un pequeño tubo de la membrana plasmática y el tubo resiste el desplazamiento de la perla aplicando una fuerza que es proporcional al desplazamiento de la perla en la trampa. Ahora, eso proporciona una forma directa de medir la tensión a través de la ecuación que ves aquí, donde B es la rigidez de flexión, la resistencia a la flexión, T, la tensión y F, la fuerza que medimos. Ahora, esta técnica es muy clásica , pero tiene algunas salvedades y para explicar un poco mejor, las salvedades, primero quiero mostrarles una imagen de tal experimento donde pueden ver la cuenta, en la esquina superior izquierda, el tubo que se ve en la imagen de fluorescencia y la célula que es globalmente fluorescente. Técnicamente, es un desafío extraer un tubo tan pequeño de una celda tan pequeña con una perla tan pequeña. La primera advertencia es que es técnicamente difícil lograr una medición. La segunda advertencia es que necesita el mejor equipo especializado porque necesita una trampa óptica y no necesita algo común en el laboratorio. La tercera advertencia es que tiene un rendimiento muy bajo porque necesitará unos minutos para tirar de un tubo y tomará algunas horas obtener decenas de mediciones como se requiere estadísticamente. Ahora, la última advertencia es que no es muy bueno para las mediciones de tiempo de vida solo porque la resolución de tiempo es bastante pobre. Una pregunta que nos hacemos es, ¿podemos encontrar un método más versátil para medir la tensión? Dicho esto, pensamos en, ¿podemos medir la tensión usando una molécula que sería sensible al empaquetamiento de lípidos, sabiendo que el empaquetamiento de lípidos se ve afectado por la tensión de la membrana? Aquí se muestra una molécula de este tipo, y está compuesta por lo que llamamos flipper, que son esencialmente dos sistemas aromáticos. Un rico en electrones, que se muestra en amarillo, uno pobre en electrones, que se muestra en rojo y cuando son planos, están conjugados, y como hemos visto en el Módulo 2, esto proporciona un tinte fluorescente típico donde la fluorescencia será emitidos a través de la transferencia de electrones del sistema amarillo al sistema rojo. Esto proporciona una absorción de rojo y una vida útil de fluorescencia bastante larga. Lo interesante de esta molécula es que debido al enlace simple que une los dos sistemas aromáticos, pueden torcerse y en la conformación torcida, desacoplaste los dos sistemas y ya no están conjugados. En este caso, emiten fluorescencia de forma independiente y, en este caso, se obtiene una absorción desplazada al azul y una vida útil más corta. Ahora, la pregunta es, ¿qué les aporta esta molécula? Bueno, primero trae dos conformaciones de la misma molécula con diferentes parámetros de fluorescencia que eventualmente pueden cambiar con el tiempo. La pregunta es, ¿cómo puede afectar la tensión de la membrana a la confirmación de esta molécula? Sabiendo esto, tenemos que hacernos la pregunta, ¿cómo cambiará el empaque de lípidos la conformación de esas moléculas? Ahora, si considera esas dos conformaciones de forma independiente, puede ver que la conformación plana requiere un espacio relativamente bajo porque no se retuerce. Por el contrario, la confirmación torcida requerirá más espacio solo porque los grupos de lípidos se separarán. En el caso de baja tensión, en una membrana con baja tensión donde los lípidos están apretados, se favorecerá la conformación plana y en promedio, todas las moléculas se aplanarán. Por el contrario, en las membranas de alta tensión donde los lípidos se separan, habrá más espacio para que la molécula se retuerza y ​​adquirirá más a menudo esta conformación. Eso proporciona un vínculo directo entre la tensión, la conformación de la molécula y sus propiedades fluorescentes. Como se muestra aquí, esperamos que en condiciones de baja tensión tengamos una vida útil larga y en condiciones de alta tensión tengamos una vida útil corta. ¿Qué aporta esto a la medición de la tensión de la membrana? Bueno, trae una técnica que será útil para todos en cada laboratorio porque usamos microscopio y el microscopio es una técnica común en todos los laboratorios de biología. En segundo lugar, tiene un rendimiento mucho más alto porque podemos medir muchas celdas al mismo tiempo y luego podemos aumentar drásticamente las estadísticas de nuestras mediciones, y tercero, tiene una resolución de tiempo muy buena porque todas las mediciones se realizan mediante emisión de luz. Ahora, le he mostrado técnicas clásicas y modernas de medición de la tensión de la membrana y en las próximas conferencias, verá cómo las técnicas modernas se pueden poner en práctica de diferentes maneras. [MÚSICA]


Resumen de la charla

Esta conferencia sobre fotoblanqueo y fotoactivación describe cómo la recuperación de fluorescencia después del fotoblanqueo (FRAP), la pérdida de fluorescencia en el fotoblanqueo (FLIP) y la fotoactivación de fluoróforos pueden proporcionar información sobre la dinámica de las moléculas en las células. Los usos de estas técnicas incluyen el estudio del movimiento de proteínas a través de los compartimentos de la membrana, el comportamiento de difusión de las moléculas en el citosol y las membranas, la dinámica de los polímeros citoesqueléticos y el recambio de proteínas.

Preguntas

  1. ¿Qué técnica sería la más adecuada para cuantificar el recambio de proteínas?
    1. Microscopía de fluorescencia de dos fotones
    2. Fotoactivación
    3. Recuperación de fluorescencia después del fotoblanqueo (FRAP)
    4. Pérdida de fluorescencia en fotoblanqueo (FLIP)
    1. Microscopía de fluorescencia de dos fotones
    2. Fotoactivación
    3. Recuperación de fluorescencia después del fotoblanqueo (FRAP)
    4. Pérdida de fluorescencia en fotoblanqueo (FLIP)
    1. La exposición con luz infrarroja se convierte de fluorescencia roja a verde
    2. Fluorescencia reversible on-off con ciclos de luz
    3. La exposición con luz azul se convierte de verde a rojo fluorescencia
    4. La exposición a la luz azul cambia el espectro de absorción.
    1. La renovación de la proteína es alta.
    2. Se están produciendo mecanismos de transporte activo y difusión.
    3. Una fracción de las moléculas blanqueadas son inmóviles y no intercambiables.
    4. Una fracción de la fluorescencia se ha fotoconvertido a otra longitud de onda.

    Respuestas


    Experimentos de ósmosis (con diagrama)

    El artículo mencionado a continuación incluye una lista de cuatro experimentos simples sobre ósmosis.

    1. Experimente para demostrar la ósmosis usando una hoja de celofán o vejiga de cabra:

    Vaso de precipitados, embudo de cardo, vejiga de cabra u hoja de celofán, hilo, agua y solución de azúcar.

    1. Cubra la abertura inferior del tubo de vidrio con la vejiga de cabra o una hoja de celofán y átela con el hilo.

    2. Llene el interior del tubo con melaza, una solución de azúcar concentrada en agua.

    3. Coloque todo el aparato en un vaso de precipitados que contenga agua, preferiblemente agua destilada.

    4. Anote el nivel del agua en el embudo de cardo y mantenga el aparato para anotar los resultados.

    El nivel del agua en el embudo de cardo aumenta (Fig.2).

    1. Tiene lugar el movimiento del agua a través de la vejiga de cabra o la hoja de celofán hacia el embudo de cardo.

    2. La concentración de agua en el vaso de precipitados es del 100% mientras que en la solución de azúcar es menor, y, por lo tanto, el agua de la región de mayor concentración se mueve hacia la región de menor concentración. El movimiento se realiza a través de una membrana semipermeable, por lo que el experimento muestra el fenómeno de la ósmosis.

    3. La fuerza con la que aumenta el nivel de la solución en el tubo, surge de la presión ejercida por la difusión de moléculas de agua en el tubo. Esta presión se llama presión osmótica.

    4. La estabilidad del nivel del agua en el embudo indica que la concentración de agua tanto en los vasos como en el embudo es la misma y, por lo tanto, se detiene la ósmosis.

    2. Experimente para demostrar la ósmosis con la ayuda del osmómetro de papa:

    Placa de Petri, agua, patata, solución azucarada, corcho y tubo capilar.

    1. Tome un tubérculo de papa, retire su cubierta exterior de un extremo y corte el mismo extremo plano.

    2. Saque una cavidad del otro extremo del tubérculo que llega casi hasta el fondo.

    3. Llene la cavidad con la solución de azúcar y coloque un corcho hermético provisto de un tubo capilar en el extremo superior de la cavidad (fig. 3).

    4. Coloque el tubérculo de papa con capilaridad en la placa de Petri llena de agua.

    5. Marque el nivel de la solución en el tubo y observe el experimento durante algún tiempo.

    Después de algún tiempo, aumenta el nivel de la solución en el tubo. Marque el nivel de solución cuando deje de moverse.

    El nivel en el tubo capilar aumenta debido al hecho de que la presión osmótica de la solución de azúcar es más alta que la del agua, y el agua se mueve a través de la membrana semipermeable de la papa desde la placa de Petri hacia la cavidad. Entonces, el experimento muestra ese fenómeno de ósmosis.

    3. Experimento para demostrar la ósmosis mediante el osmómetro de huevo:

    Membrana de huevo, HCI diluido, agua a través, tubo graduado, solución de azúcar y reposo.

    1. Prepare una membrana de huevo quitando cuidadosamente la cáscara de huevo impermeable con la ayuda de disolverla en HCI diluido.

    2. Quite toda la grasa y el material amarillo que contiene proteínas del huevo haciendo un agujero en uno de sus extremos.

    3. Llene la solución de azúcar en la membrana del huevo a través del orificio y coloque un tubo graduado en el orificio.

    4. Coloque el aparato completo en una cubeta llena de agua (Fig. 4).

    5. Anote el nivel de solución de azúcar en el tubo graduado y mantenga el aparato en reposo durante algún tiempo.

    El nivel de la solución de azúcar aumenta en el tubo.

    El nivel en el tubo aumenta debido al hecho de que la presión osmótica de la solución de azúcar en la membrana del huevo es más alta que la del agua, por lo que el agua de la cubeta pasa a través de la membrana del huevo a la solución de azúcar aumentando así su nivel. La membrana del huevo es una membrana semipermeable.

    4. Experimento para demostrar el fenómeno de exosmosis y endosmosis:

    Tubérculos de patata (2), cuchillo, conc. solución de azúcar, agua, alfiler, vasos de precipitados (2).

    1. Retire la piel exterior de los tubérculos y corte un extremo plano con un cuchillo afilado.

    2. Saque una cavidad del otro extremo del tubérculo que corre casi hasta el fondo como en el experimento No. 14.

    3. Llene la solución concentrada de azúcar en la cavidad de un tubérculo y agua en el otro.

    4. Marcar el nivel de la solución de azúcar y el agua en las cavidades con ayuda de alfileres.

    5. Coloque la papa que contenga la solución de azúcar en un vaso de precipitados que contenga agua y la otra papa que contenga agua en su cavidad en el vaso de precipitados que contenga la solución de azúcar (Fig. 5).

    6. Mantenga y observe el experimento durante algún tiempo.

    El nivel en la cavidad que contiene la solución de azúcar aumenta mientras que el nivel disminuye en el otro tubérculo, es decir, en la cavidad llena de agua.

    El nivel de la solución de azúcar en el primer tubérculo aumenta debido al hecho de que el agua se mueve desde el vaso de precipitados hacia la cavidad a través de la membrana semipermeable de la papa. Así muestra el fenómeno de la endosmosis.

    El nivel del agua en el segundo tubérculo disminuye debido al hecho de que el agua se mueve desde la cavidad hacia el vaso de precipitados a través de la membrana semipermeable del tubérculo de papa. Así muestra el fenómeno de la exosmosis.


    Ver el vídeo: polarizacion, despolarizacion y repolarizacion de la membrana neuronal (Agosto 2022).