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¿Número de fibras del huso durante la metafase?

¿Número de fibras del huso durante la metafase?



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Durante la metafase, los cromosomas se disponen en la placa ecuatorial y se unen a las fibras del huso. Después de la fase S, ¿se puede decir que la celda alcanza la configuración de 4n?

Además, durante la metafase, dado que dos fibras del huso (una del centríolo derecho y otra del centríolo izquierdo) están unidas a una tétrada, se puede decir en un patrón bien definido que para un ser humano, 46 ​​* 2 = 92 huso se forman fibras para proceder con la mitosis? Además, ¿cómo variaría el número en caso de Meiosis I y Meiosis II?


El número de fibras del huso es en realidad más que el número total de pares de cinetocoros. Las fibras unidas a los cinetocoros se denominan fibras K y las demás se denominan fibras polares. Seguramente no puedo decir que hay exactamente una fibra K por cinetocoro, pero según su definición y de las imágenes microscópicas se puede concluir que hay una por cinetocoro.

En una metafase mitótica normal hay 2n pares de cinetocoros y, como calculó correctamente, habrá 96 fibras K.

En la meiosis-I hay una tétrada que tiene 2 pares de cinetocoros, pero los de las cromátidas hermanas se comportan como una sola unidad. Entonces habría 23 fibras.

La fusión de cinetocoros de cromátidas hermanas se relaja en la meiosis-II y nuevamente una separación requeriría 23 fibras.

Por favor, eche un vistazo a este artículo. Biología molecular de la meiosis bien explicada: http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0092867403000837

Más sobre la formación de fibras K:

http://link.springer.com/article/10.1007/s00412-005-0028-2/fulltext.html


Los centríolos se construyen a partir de una matriz cilíndrica de 9 microtúbulos, cada uno de los cuales se le ha adjuntado 2 microtúbulos parciales. La figura ( PageIndex <1> ) es una micrografía electrónica que muestra una sección transversal de un centríolo con su matriz de nueve tripletes de microtúbulos.

Figura ( PageIndex <1> ): Sección transversal de un centríolo (cortesía de E. deHarven). El aumento es de aproximadamente 305.000.

Cuando una célula ingresa al ciclo celular y pasa por la fase S, cada centríolo se duplica. Un centríolo "hija" crece en el lado de cada centríolo padre ("madre"). Por lo tanto, la replicación del centríolo y mdash como la replicación del ADN (que está ocurriendo al mismo tiempo) y mdash es semiconservador.

  • Los microtúbulos funcionales crecen solo de la "madre".
  • Cuando Células madre dividirse, una célula hija sigue siendo una célula madre y la otra pasa a diferenciarse. En dos sistemas animales que han sido examinados (células gliales de ratón y Drosophila células de la línea germinal masculina), la célula que recibe el centríolo antiguo ("madre") sigue siendo una célula madre, mientras que la que recibe lo que había sido el centríolo "hija" original pasa a diferenciarse. (Puede leer sobre estos hallazgos en Wang, X., et. Alabama., Naturaleza, 15 de octubre de 2009.)

Los centríolos son una característica clave de las células eucariotas y presumiblemente surgieron con los primeros eucariotas. Desde entonces, algunos grupos han perdido sus centríolos, incluidos la mayoría de los hongos (pero no los quítridos primitivos), las plantas más antiguas (pero no los musgos, helechos y cícadas más primitivos con su esperma móvil) y los huevos de animales pierden su centríolo durante la meiosis y deben tenerlo. restaurado por el esperma que lo fertiliza

En las células que no se dividen, el centríolo madre puede adherirse al lado interno de la membrana plasmática formando una cuerpo basal. En casi todos los tipos de células, el cuerpo basal forma un cilio primario inmóvil. En células con flagelo, p. Ej. esperma, el flagelo se desarrolla a partir de un solo cuerpo basal. (Si bien los espermatozoides tienen un cuerpo basal, los óvulos no tienen ninguno. Por lo tanto, el cuerpo basal del esperma es absolutamente esencial para formar un centrosoma que formará un huso que permitirá que tenga lugar la primera división del cigoto).

En ciliado células como las células epiteliales columnares de los pulmones y protozoos ciliados como el paramecio, se forman muchos cuerpos basales, cada uno de los cuales produce un cilio palpitante. La mayoría de sus centríolos se producen por duplicación repetida del centríolo hijo del centrosoma y se ensamblan temporalmente en un orgánulo especial llamado deutero.algunos (no confundir con deuterostome). Los centriolos organizan centrosoma en el que están incrustados.


La planta, la célula y sus componentes moleculares

PM. Dey,. J.B. Harborne, en Plant Biochemistry, 1997

(c) Prometafase

En la prometafase (profase tardía), los cromosomas se condensan dentro de la envoltura nuclear y aparecen ásteres de fibras en el exterior de los cromosomas. Cuando la envoltura nuclear ha desaparecido, se forma un huso en prometafase. Las fibras del huso comprenden haces de microtúbulos que irradian desde los extremos opuestos y se denominan polos de la célula. Los cromosomas luego migran al plano ecuatorial donde se unen a una de las fibras del huso. En las células animales, la formación de huso se produce por los centrosomas, que están compuestos por centriolos gemelos en ángulos rectos rodeados de material amorfo. El centrosoma es el principal centro organizador de microtúbulos durante la interfase. El centrosoma se replica a finales de G 1 y las fases S y el par se puede observar justo fuera de la envoltura nuclear. Sin embargo, las plantas superiores no tienen centrosomas caracterizados, aunque la nucleación y la dinámica de sus microtúbulos sugieren que las plantas poseen actividades de centro organizador de microtúbulos dependientes del ciclo celular (MTOC). El inicio de la polimerización de los microtúbulos dentro de una célula suele ocurrir en sitios de nucleación específicos denominados MTOC. En la mayoría de las plantas superiores, el inicio de la mitosis se caracteriza por dos eventos sucesivos que involucran diferentes poblaciones de microtúbulos. Estos son la producción de la banda preprofase y el desarrollo del huso bipolar. Los microtúbulos citoplasmáticos de plantas superiores irradian desde la superficie del núcleo hacia la corteza celular. Este es uno de los aspectos particulares del citoesqueleto vegetal en comparación con otros tipos de células. La superficie nuclear de la planta puede comprender una actividad MTOC y esto puede representar uno de los factores importantes en el control del inicio de la mitosis. Existe evidencia experimental que respalda el papel de la superficie nuclear de la planta como un sitio de nucleación de microtúbulos. Cuando comienza la mitosis y los cromosomas experimentan condensación, se ha demostrado que la incorporación de tubulina aumenta en la superficie nuclear de Haemanthus células del endospermo en profase, potencialmente un control de nucleación dependiente del ciclo celular. La formación del huso bipolar (fig. 1.22) alrededor del núcleo se logra mediante una convergencia transitoria de microtúbulos que forman centros en forma de aster, que posteriormente producen polos del huso. Se cree que esta mayor interacción de microtúbulos está mediada por proteínas específicas asociadas a microtúbulos (MAP). La calcodulina se encuentra en concentraciones más altas en las regiones polares centriolares de las células animales. También se encuentra en estos centros de microtúbulos profase, lo que sugiere que existe un mecanismo regulado por calmodulina en las plantas superiores.

El evento cromosómico importante de la prometafase es la unión de los cromosomas al huso y su movimiento hacia el centro del huso. La unión del cromosoma al huso se produce en el cinetocoro, que contiene proteínas para la unión de las cromátidas. La ruptura de la envoltura nuclear permite que los cinetocoros se adhieran a los microtúbulos del huso.


Notas sobre microtúbulos y husillo

Durante el proceso de división celular, la red citoplásmica de microtúbulos desaparece y los microtúbulos se vuelven a ensamblar en forma de huso en la célula en división (tanto en la división celular mitótica como en la meiótica). Aunque el patrón de control de esta desaparición y reconocimiento no es muy claro, se ha observado que hay varias regiones que actúan como centros organizadores de micro y túbulos tímidos (MOC o MTQC).

Los siguientes son ejemplos de diferentes centros organizadores de microtúbulos involucrados en la división celular:

Forman el huso mitótico y también los satélites centríolos que forman otros centríolos.

Estas son las regiones de los centrómeros de los cromosomas que son los sitios de unión de los microtúbulos del huso mitótico.

(iii) Nube pericentriolar:

También se ha demostrado que los microtúbulos son ensamblados y tímidos de la nube pericentriolar y no de los centríolos.

En las células vegetales, ya que no tienen los centríolos, otros centros desempeñan el papel de organización del micro y túbulo tímido. El ensamblaje de microtúbulos se produce en tres pasos. En el primer paso, los dímeros de la tubulina α-β libres se asocian longitudinalmente para formar un prototipo corto e inestable. A continuación, los protofilamentos cortos se asocian lateralmente en una hoja curva más estable.

En el paso final, trece de estos protofilamentos se unen lateralmente para formar el cilindro (Fig. 5.7). El micro y túbulo tímido luego crece mediante la adición de las subunidades a los extremos de los protofilamentos.

El proceso de ensamblaje de microtúbulos requiere monómeros de tubulina unidos a GTP, Mg 2+ e iones. Aunque la unión de GTP es necesaria para el ensamblaje de los microtúbulos, la hidrólisis de GTP no proporciona la energía para impulsar el proceso de desarrollo. El GTP permanece unido a la tubulina en microfilamentos.

Cuando el GTP se hidroliza a GDP, los monómeros se vuelven menos estables y se desagregan. La polimerización y disgregación y disgregación de los microtúbulos puede ocurrir en cualquier extremo y puede proceder de forma independiente. Los microtúbulos tienen extremos positivos y negativos. En el extremo positivo, el montaje o desmontaje de los microtúbulos se produce más rápido que en el extremo negativo.

La colchicina, vinblastina, vincristina y podofilotoxina inhiben el ensamblaje de microtúbulos, mientras que el taxol promueve y estabiliza la formación de microtúbulos y túbulos.

Aparato de huso:

El término & # 8216 aparato mitótico & # 8217 o & # 8216 aparato de huso & # 8217 se ha aplicado a los ásteres que rodean los centriolos junto con el huso mitótico.

El aparato del huso tiene las fibras cromo y shysome, uniendo los cromosomas a los polos las fibras continuas, extendiendo de polo a polo las fibras interzonales observadas entre los cromosomas hijos y los núcleos en anafase y telofase, todos los cuales están compuestos de microtúbulos (Fig. 5.8A ).

Los estudios microscópicos de polarización y EM han revelado que en las células vegetales, que están desprovistas de centriolos y ásteres, las primeras fibras del huso aparecen en profase en una zona clara que rodea el núcleo. La birrefringencia es más fuerte cerca de los cinetocoros, pero se debilita hacia los polos. Durante la anafase, los cromosomas y timmosomas son dirigidos por fibras del huso cromosómico y timmosómico intensamente birrefringentes (fig. 5.8B).

Las fibras continuas y tímidas, en las que la birrefringencia es baja en la anafase temprana, se vuelven más notorias en la anafase tardía y la telofase. Durante la anafase en una célula vegetal, es posible diferenciar los microtúbulos unidos a los cinetocoros de los cromosomasomas de los que forman las fibras continuas e interzonales.

Un estudio sobre el número de microtúbulos ha demostrado que puede haber tan solo un micro y túbulo tímido por cromosoma en el huso de la célula de levadura y hasta 5000 en el huso de una célula vegetal superior. Las fibras cromosómicas también se denominan túbulos cinetocoros.

Entre los llamados microtúbulos continuos que apuntan hacia los polos, todos ellos no son lo suficientemente largos para alcanzar el polo, solo unos pocos microtúbulos y tímidos pueden ser tan largos que se extienden entre los polos se denominan túbulos polares y los restos se denominan libres. túbulos (Fig. 5.9).

Los estudios in vitro han revelado que el ensamblaje de los microtúbulos está controlado por los polos y también por los cinetocoros. También puede estar involucrada la interacción lateral entre los microtúbulos del huso. Cuando una célula entra en la profase, los microtúbulos citoplasmáticos se despolimerizan y son reemplazados por el huso mitótico.

En la metafase, solo los microtúbulos del huso están presentes en anafase con el movimiento de los cromosomas, el huso se despolimeriza y en la telofase las células hijas son retenidas por la parte media del cuerpo y reaparecen los microtúbulos citoplásmicos.

Los iones Ca ++ y la proteína de unión a Ca ++, calmodulina, parecen tener un papel de control en el ensamblaje y desmontaje tímido de los microtúbulos del huso. Los microtúbulos tienen una polaridad distinta con un extremo positivo o de crecimiento rápido y un extremo negativo o de crecimiento lento (fig. 5.10).


Anafase

El evento principal de la anafase son las cromátidas hermanas que se mueven hacia los polos opuestos de las células, debido a la acción de la condensación de las fibras del huso. Las cromátidas solo comienzan a separarse cuando la presión es suficiente para dividir el centrómero. En este punto, cada cromátida se convierte efectivamente en un cromosoma. Las cromátidas hermanas en movimiento forman una forma de V a medida que se mueven a través del citoplasma. Esto se debe a que los centrómeros son tirados por las fibras del huso y conducen al resto de la cromátida.

La telofase ve cómo la envoltura nuclear se reforma alrededor de los cromosomas en los polos opuestos de la célula.


Documentos de preguntas sobre el modelo de ciclo celular y división celular

1. ¿Cuál de las siguientes opciones da la secuencia correcta de eventos durante la mitosis?
A. Condensación & # 8211 membrana nuclear & # 8211 desmontaje cruzando segregación - telofase
B. Condensación & # 8211 desmontaje de la membrana nuclear & # 8211 disposición en la división del centrómero ecuador & # 8211 telofase de segregación
C. condensación & # 8211 cruzando sobre nuclear & # 8211 desmontaje de membrana & # 8211 telofase de segregación
D. condensación y disposición # 8211 en la división del centrómero ecuador y telofase de segregación # 8211

2. El Complejo Promotor de Anafase (APC) es una maquinaria de degradación de proteínas necesaria para la mitosis adecuada de las células animales. Si la APC es defectuosa en una célula humana, ¿cuál de las siguientes situaciones se espera que ocurra?
A. Los cromosomas no se condensan
B. Los cromosomas se fragmentarán
C. Los cromosomas no se segregarán
D. Se producirá la recombinación del brazo de cromosomas

3. Durante el crecimiento celular, la síntesis de ADN tiene lugar en
A. Fase G1
B. Fase S
C. Fase M
D. Fase G2

4. Cuando la célula se ha detenido en la horquilla de replicación del ADN, ¿qué punto de control debe activarse predominantemente?
A. G2 / M
B. G1 / S
C. Tanto G2 / M como M
D. M

5. En la meiosis, el cruce se inicia en
A. cigoteno
B. Diploteno
C. Pachytene
D. Leptoteno

6. ¿Cuál de los siguientes no es un rasgo característico durante la mitosis en células somáticas?
A. Movimiento cromosómico
B. Sinapsis
C. fibras del huso
D. Desaparición de nucleolu

7. ¿Cuál de las siguientes no es una característica clave de la meiosis?
A. La meiosis implica dos ciclos secuenciales de división celular y nuclear.
B. La meiosis implica el apareamiento de cromosomas homólogos
C. Se producen dos ciclos de replicación del ADN durante la meiosis
D. Hay recombinación entre los cromosomas homólogos emparejados.

8. ¿Cuál de las siguientes fases corresponde al intervalo entre la mitosis y el inicio de la replicación del ADN?
A. Fase S
B. Fase G
C. Fase G2
D. Fase M

9. El punto de control en el ciclo celular juega un papel importante en
A. reparar el daño del ADN
B. inicio de la apoptosis
C. evaluar el daño del ADN
D. inhibir el daño celular

10. Organice los siguientes eventos de meiosis en la secuencia correcta:
(i) Cruzando
(ii) Sinapsis
(iii) Terminalización de quiasmas
(iv) Desaparición del nucleolo

A. (i), (ii), (iii), (iv)
B. (ii), (iii), (iv), (i)
C. (ii), (i), (iv), (iii)
D. (ii), (i), (iii), (iv)

11. ¿Cuál de los siguientes es incorrecto para la meiosis?
A. Conduce a la formación de cromátidas hermanas.
B. Ocurre en células diploides.
C. Ocurre en células haploides.
D. Ocurre por división de centrómeros y separación de cromátidas hermanas.

12. ¿Cuál de los siguientes no ocurre en la interfase de la división de células eucariotas?
A. Aumento de la síntesis de ATP
B. Aumento de la síntesis de ADN
C. Aumento de la síntesis de ARN
D. d Reducción del tamaño de la celda

13. ¿Cuál de los siguientes es el significado de la mitosis?
A. Restringido a células haploides
B. Reparación celular
C.Aumenta la variabilidad genética
D. Recombinación de cromosomas

14. Descubra la afirmación correcta:
A. Durante la mitosis, el retículo endoplásmico y el nucleolo desaparecen por completo en la profase temprana.
B. Los cromosomas están dispuestos a lo largo del ecuador durante la profase de la mitosis.
C.El cromosoma está formado por dos cromátidas hermanas en la anafase de la mitosis
D. Las pequeñas estructuras en forma de disco en la superficie de los centrómeros que aparecen durante la metafase son cinetocoros.

15. En un ciclo celular eucariota típico, Gap 1, Synthesis y Gap 2 son las tres fases incluidas en el-
A. Profase
B. metafase
C. anafase
D. interfase

16. Un ejemplo de mitógeno es
A. citoquinina
B. glucosa
C. glicerol
D. fructosa

17. El cruce ocurre en la etapa ________ de la meiosis.
A. cigoteno
B. leptoteno
C. pachytene
D. diploteno

18. La etapa entre dos divisiones meióticas se llama ________
A. Diaquinesis
B. Interquinesis
C. diploteno
D. interfase

19. ¿En qué etapa de la meiosis comienzan a aparearse los cromosomas?
A. Leptoteno
B. cigoteno
C. Pachytene
D. Diploteno

20. Durante la meiosis I, el número de cromosomas es-
A. Reducido a la mitad
B. Triplicado
C. Doblado
D. cuadriplicado

21. Algunas células de animales adultos no se dividen. Salen de la fase G y entran en una fase inactiva que se denomina como
A. Fase G2
B. Fase G0
C. Fase S
D. Fase M

22. Identificar la combinación correcta de anafase, anafase I y anafase II
A. Divisiones de centrómero anafase y # 8211, divisiones de centrómero anafase I y # 8211, anafase II - divisiones de centrómero
B. Anafase y cromátidas # 8211 se mueven a polos opuestos, Anafase I - los cromosomas homólogos se separan, Anafase II y # 8211 divisiones del centrómero
C. Anafase: los cromosomas se agrupan en polos opuestos, Anafase I: los cromosomas homólogos se separan, Anafase II y # 8211 divisiones del centrómero
D. Los cromosomas anafase y # 8211 se mueven a un polo, anafase I - los cromosomas homólogos se separan, anafase II y # 8211 se divide en el centro.

23. Afirmación (A) (A): Los eventos en el paquiteno juegan un papel clave en los cambios evolutivos en los organismos.
Razón (R): el intercambio de material genético tiene lugar entre cromátidas hermanas o cromosomas homólogos
A. A y R son verdaderas, R es la explicación correcta de A
B. Tanto A como R son verdaderas, R no es la explicación correcta de A
C. A es verdadero, R es falso
D. A es falso, R es verdadero.

24. ¿Cuál es la fase más larga del ciclo celular?
A. Fase M
B. Leptoteno
C. Interfase
D. Fase S

25. ¿Durante qué fase (s) del ciclo celular, cantidad o ADN en una célula permanece en el nivel 4C si la cantidad inicial se denota como 2C?
A. G1 y S
B. G2 y M
C. G0 y G1
D. Solo G2

26. En & # 8217S fase del ciclo celular
A. la cantidad de ADN se duplica en cada célula
B. la cantidad de ADN permanece igual en cada célula
C. aumenta el número de cromosomas
D. la cantidad de ADN se reduce para detenerse en cada célula

27. ¿En qué etapa de la meiosis se requiere la enzima recombinasa?
A. Pachytene
B. Diploteno
C. cigoteno
D. Diaquinesia

28. Seleccione la declaración correcta relacionada con la mitosis & # 8211
A. La cantidad de ADN en la célula madre primero se duplica y luego se distribuye en cuatro células hijas.
B. La cantidad de ADN en la célula madre se divide primero a la mitad y luego se distribuye en cuatro células hijas.
C.La cantidad de ADN en la célula madre primero se duplica y luego se distribuye en dos células hijas
D. La cantidad de ADN en la célula madre se divide primero a la mitad y luego se distribuye en dos células hijas.

29. Declaración A Para un carácter particular de un individuo, cada gameto recibe solo un alelo.
Declaración B: Las cromátidas de un cromosoma se dividen (separan) y se mueven hacia polos opuestos durante la anafase de la mitosis.
A. el enunciado A es correcto y el enunciado B es incorrecto
B. Ambas afirmaciones son correctas y B es la razón de A
C. El enunciado B es correcto y el enunciado A es incorrecto
D. Ambas afirmaciones son correctas y B no es la razón de A.

30. El centrosoma se duplica durante el-
A. Fase G2 del ciclo celular
B. Fase S del ciclo celular
C. Profase del ciclo celular
D. Fase G1 del ciclo celular

31. El ciclo celular incluye la secuencia
A. S, G1, G2, M
B. S, M, G1, G2
C. G1, S, G2, M
D. M, G1, G2, S

32. ¿Qué son las fibras del huso que conectan el centrómero a los polos respectivos llamados-
A. Rayos astrales
B. Fibras en interfase
C. Fibras cromosómicas
D. Fibras intercromosómicas

33. El complejo formado por un par de cromosomas homólogos con sinapsis se llama
A. Bivalente
B. placa ecuatorial
C. Kinetocnore
D. axoneme

34. Afirmación: La meiosis II es similar a la mitosis.
Razón: La meiosis no puede ocurrir en células haploides.
A. Si ambos son verdaderos y la razón es la explicación correcta.
B. Ambos son verdaderos pero la razón no es una explicación correcta.
C. Afirmación verdadera pero la razón es incorrecta
D. ambos están equivocados

35. ¿Cuál de los siguientes eventos tiene lugar durante la etapa anafase de la mitosis?
I. La fibra del huso se une a los cinetocoros de los cromosomas.
II. Los centrómeros se dividen y las cromátidas se separan
III. Las cromátidas se mueven a polos opuestos
IV. Reforma nuclear, complejo de Golgi y E.R.
A. I y II solamente
B. III y IV solamente
C. II y III únicamente
D. L y IV solamente

36. Durante la meiosis I, los cromosomas comienzan a emparejarse en
A. cigoteno
B. Diploteno
C. Pachytene
D. leptoteno

37. Durante la etapa de metafase de la mitosis, las fibras del huso se unen a los cromosomas en
A. Kinetochore
B. tanto centrómero como cinetocoro
C. centrómero, cinetocoro y áreas adyacentes al centrómero
D. centrómero

38. Un bivalente de meiosis I consiste en
A. cuatro cromátidas y dos centrómeros
B. dos cromátidas y un centrómero
C. dos cromátidas y dos centrómeros
D. cuatro cromátidas y cuatro centrómeros.

39. Los genes homólogos se separan en
A. Anafase
B. Diploteno
C. Pachytene
D. Anafase II

40. El cromosoma en metafase parece estar dividido longitudinalmente en dos partes idénticas conocidas como
A. cromosomas hermanos
B. satélites
C. cromosomas hijos
D. cromátidas hermanas

41. Se espera que un fármaco despolimerizante de microtúbulos como la colchicina
A. incluir la formación de múltiples anillos contráctiles
B. permitir la mitosis más allá de la metafase
C. inhibir la citocinesis
D. inhibir la formación del huso durante la mitosis

42. ¿Cuál de las siguientes afirmaciones es incorrecta sobre la fase G0?
A. La mitosis ocurre después de la fase G0
B. Se pueden utilizar biocatalizadores para salir de la fase G0.
C.El volumen celular sigue aumentando durante esta fase.
D. El metabolismo celular ocurre continuamente en la fase G0.

43. Identificar la etapa meiótica en la que los cromosomas homólogos se separan mientras que las cromátidas hermanas permanecen asociadas en sus centrómeros.
A. Metafase I
B. Anafase
C. Metafase I
D. Anafase

44. Durante la formación de gametos, la enzima recombinasa participa durante
A. metafase-I
B. profase- II
C. anafase-II
D. profase-I

45. Encuentra los pares que coinciden correctamente y elige la opción correcta.
A. Leptoteno & # 8211 Los cromosomas se vuelven invisibles
B. Emparejamiento de cigoteno de cromosomas homogéneos
C. Tiene lugar la disolución de paquiteno del complejo sinaptonemal
D. Los cromosomas diplomoteno-bivalentes aparecen como tétradas
E. Diaquinesis & # 8211 Se lleva a cabo la terminalización de los quiasmas
A. A y B son correctos
B. B y D son correctos
C. B y E son correctos
D. B y cuidado correcto

46. ​​¿Cuáles de los siguientes eventos no son rasgos característicos de la telofase?
A. El material cromosómico se condensa para formar cromosomas mitóticos compactos.
B. Nucleolo, complejo de Golgi y reforma del RE
C.La envoltura nuclear se ensambla alrededor de los grupos de cromosomas.
D. Los centrómeros se dividen y las cromátidas se separan
E. Los cromosomas se agrupan en polos fusiformes opuestos y se pierde su identidad como elementos discretos
A. Solo A, B y D
B. Solo B y C
C. A y D solamente
D. C, D y E solamente

47. La expresión visible del fenómeno genético del cruce se denomina:
A. Recombinación
B. Condensación
C. Chiasmata
D. espiralización

48. Los cromosomas se vuelven visibles gradualmente con la compactación de la cromatina durante la etapa meiótica.
A. diploteno
B. leptoteno
C. cigoteno
D. pachytene

49. Las células de levadura pueden progresar a través del ciclo celular en aproximadamente
A. 30 minutos
B. 90 minutos
C. 60 minutos
D. 120 minutos

50. En la punta de la raíz de la cebolla durante la etapa de metafase de la mitosis, el número de cinetocoros será
A. 4
B. 8
C. 32
D. 16


DISCUSIÓN

Hemos identificado conexiones estructurales entre KMT en metafase y regiones en o cerca de los extremos proximales al polo de no KMT en husos de dos especies, lo que sugiere que las interacciones mecánicas dentro del cuerpo del huso pueden desempeñar un papel importante en la estabilidad mecánica de estos husillos. En pequeños husos con polos bien estructurados, como los de las levaduras, diferentes clases de MT se conectan directamente con el polo, permitiendo que la placa polar conecte las acciones constrictivas y extensivas de diferentes MT, ayudando al huso a un equilibrio mecánico estable. Cuando los polos están ausentes, como en las plantas superiores, las algas como Clamidia, y algunos husos meióticos (Redemann et al., 2018), los enlaces mecánicos entre las clases de MT deben establecerse en cualquier otro lugar que los puentes entre los KMT y los mcMT puedan hacer este trabajo. Incluso en los husos complejos que se encuentran en los husos de los mamíferos, donde algunos MT están vinculados mecánicamente con los polos, las conexiones observadas entre los KMT y los mcMT pueden desempeñar un papel importante en la estabilidad del huso en metafase.

Soluciones mecánicas empleadas por husillos aún más grandes

EM de secciones en serie cortadas de husillos en Haemanthus El endospermo ha revelado fibras K bien desarrolladas que pueden incluir & gt100 MT / cinetocoro (Jensen, 1982). Estos husos también contienen grandes haces de no KMT que corren aproximadamente paralelos al eje del huso, pasando por los cromosomas durante todas las etapas de la mitosis. Durante la metafase y la anafase hay una clara mezcla de KMT con no KMT en la región justo hacia el polo desde cada cinetocoro, lo que abre la posibilidad de interacciones mecánicamente significativas entre ellos, aunque aún no se dispone de evidencia estructural ni morfométrica de conexiones entre estas clases de MT. Dada la situación que describimos en Clamidia, parece probable que las interacciones análogas proporcionen el soporte mecánico necesario para resistir la tensión dirigida por los polos en los cinetocoros en las plantas superiores, así como en las algas (Figura 4E).

Husillos en blastómeros de Caenorhabditis elegans proporcionar un complemento a los casos descritos anteriormente. Sus husos de metafase han sido reconstruidos en su totalidad por ET (Redemann et al., 2017). Estos estudios en 3D demuestran que la mayoría de los KMT no son lo suficientemente largos para alcanzar los polos del huso, terminan en una red de no KMT que emana de los polos del huso, lo que sugiere que los enlaces que soportan la fuerza con el polo son indirectos. Además, casi todos los no KMT en este huso en metafase son demasiado cortos para alcanzar el ecuador del huso, por lo que hay poca evidencia de mcMT en metafase. Estos husos parecen carecer de un marco de mcMT para soportar la tensión en los centrómeros, aunque dicha estructura es visible por microscopía de fluorescencia en la anafase temprana (Saunders et al., 2007). Aquí, al igual que en las células PtK, los haces de MT que se encuentran entre el cromosoma separador ralentizan, en lugar de impulsar, el alargamiento del huso de la anafase. La anafase B parece ser afectada por fuerzas de tracción que actúan a través de MT astrales, que conectan cada polo del huso con dineína asociada a la corteza (Grill et al., 2001). Es probable que las fuerzas corticales también actúen con suficiente fuerza durante la metafase para soportar la tensión que actúa sobre los cinetocoros y que, de otro modo, tirarían de los polos hacia el ecuador del huso.

Los husos formados en extractos de Xenopus los huevos son un ejemplo aún más extremo de sustentar la tensión centromérica mediante enlaces indirectos. Estos husillos miden entre 40 y 50 µm de largo y contienen decenas de miles de MT que son cortos en relación con la longitud del husillo (Brugués et al., 2012). Durante la prometafase, los MT se forman en la vecindad de los cromosomas, luego se reorientan y reposicionan para formar el huso (Karsenti y Vernos, 2001). Aunque los cinetocoros aún no han sido identificados por EM, estos husos contienen muchos paquetes de MT, algunos de los cuales probablemente estén asociados con el cinetocoro (Tranfield et al., 2014 Weber et al., 2014). El uso inteligente del corte mediado por láser de MT de husillo que se han marcado con pequeñas cantidades de tubulina de mamífero fluorescente, seguido de un estudio detallado de la dependencia del espacio y el tiempo de las redistribuciones de fluorescencia, ha demostrado que estos husos están formados por conjuntos de MT que apuntan hacia direcciones opuestas. Las longitudes medias de MT varían de ∼3 µm cerca de los polos a ∼13 µm lejos del polo (Brugués et al., 2012). La visualización dependiente del tiempo de las motas inducidas en estos husos por el escaso etiquetado de los MT con tubulina fluorescente muestra que los polímeros están en un flujo lento pero continuo hacia un polo del huso o hacia el otro (Mitchison et al., 2004), haciendo una cinta transportadora de dos vías. No hay estructuras bien definidas que puedan servir como postes de huso, por lo que el soporte para la tensión del cinetocoro proviene de no KMT relativamente cortos que se unen entre sí para formar el marco necesario.

¿Por qué las conexiones directas entre cinetocoros y polos son pocas o ausentes en los husos grandes?

El diseño de pequeños husillos parece eficiente y efectivo para formar una metafase mecánicamente estable. ¿Por qué no se utiliza este diseño en los husillos más grandes que se describen aquí? Por supuesto, una conexión polar directa es imposible en celdas sin polo estructurado, por lo que los enlaces entre MT se vuelven necesarios. Los husos de los mamíferos poseen polos estructurados, pero muchos MT de husillo, tanto KMT como no KMT, terminan antes de llegar a los polos. En husos que son aún más grandes, los MT lo suficientemente largos como para extenderse desde el polo al cinetocoro, o más allá del plano medio del husillo, son muy raros, lo que define la necesidad de conexiones mediadas por puentes para hacer una estructura de metafase estable.

Los MT en sistemas sin huso pueden ser casi arbitrariamente largos, probablemente como resultado de las proteínas asociadas a MT correctas. Por ejemplo, MT flagelares en el esperma de Drosophila bifurca extender ≥5 mm (Pitnick et al., 1995). ¿Por qué, entonces, los husillos grandes no conservan el diseño eficiente de los husillos pequeños, sino que recurren a acoplar MT cortos para hacer una estructura que pueda soportar la tensión del cinetocoro? Un factor puede ser que los MT del husillo sean necesariamente dinámicos. Se forman con motivo de la división pero desaparecen antes de la siguiente interfase. Además, la inestabilidad dinámica es importante para la probabilidad de que los MT encuentren una carga adecuada, por ejemplo, un cinetocoro (Kirschner y Mitchison, 1986 Magidson et al., 2011) o un mcMT del polo opuesto. Los MT lábiles que muestran inestabilidad dinámica muestran una distribución de longitudes bien descrita por una función exponencial negativa (Verde et al., 1992 Redemann et al., 2017), por lo que los MT más numerosos son cortos. Esta situación puede verse agravada por las enzimas que cortan la MT que cortan los componentes del huso en algunos sistemas, lo que hace que la longitud media de la MT sea aún más corta (Srayko et al., 2006). Por tanto, para obtener un número significativo de MT largos y dinámicos, es necesario realizar un gran número de cortos. Cuando la distancia desde un polo al lado lejano del plano medio del husillo es grande, los MT iniciados por polos lo suficientemente largos como para cruzar el plano medio del husillo son costosos, dada la tubulina necesaria para formar los muchos MT cortos característicos de una distribución exponencial de longitudes. Por lo tanto, incluso en los husos de los mamíferos, cuyos medios husos son comúnmente ∼5 µm, solo unos pocos MT iniciados por polos se extienden lo suficiente como para cruzar el plano medio. Para construir una estructura interpolar robusta en un gran husillo, el complejo augmin puede funcionar para iniciar MT a lo largo del camino desde el polo al plano medio (Kamasaki et al., 2013). Muchos de los MT resultantes pueden interdigitarse con sus contrapartes del lado opuesto del eje, pero ninguno de ellos necesita ser demasiado largo. De hecho, cuando los niveles de augmina son reducidos por RNAi, la estructura y función de un huso de mamífero se ven seriamente comprometidas (Kamasaki et al., 2013).

Los MT iniciados por Augmin tienen la ventaja adicional de que comúnmente ocurren a lo largo de las paredes de los MT existentes (Kamasaki et al., 2013). This behavior may endow them with the ability to form functionally significant mcMT bundles, like the ones described here and by the Tolic´ lab. Indeed, some of the links between KMTs and the ends of non-KMTs described here may be the augmin complex bound to a KMT wall. The same logic could apply in any big spindle, although current evidence from genome sequences has not identified augmin-like molecules in nematodes. Other molecules, like Tangled1 from plants, are known to promote MT-MT binding, particularly the association of an MT end with an MT wall (Martinez et al., 2019), similar to the connections seen here. There are probably additional molecular players with similar properties that are yet to be identified. Whatever the molecular mechanisms, it seems that when cells need a large and labile spindle, they abandon the strategy that works in small spindles and make mechanically equivalent structures from shorter MTs, connected to make a framework that can support kinetochore tension.


Meiosis

The process that produces haploid gametes is meiosis. Meiosis is a type of cell division in which the number of chromosomes is reduced by half. It occurs only in certain special cells of the organisms. During meiosis, homologous chromosomes separate, and haploid cells form that have only one chromosome from each pair. Two cell divisions occur during meiosis, and a total of four haploid cells are produced. The two cell divisions are called meiosis I and meiosis II. The overall process of meiosis is summarized in Figura debajo. You can watch an animation of meiosis at this link: http://www.youtube.com/watch?v=D1_-mQS_FZ0.

Overview of Meiosis. During meiosis, homologous chromosomes separate and go to different daughter cells. This diagram shows just the nuclei of the cells. Notice the exchange of genetic material that occurs prior to the first cell division.

Fases de la meiosis

Meiosis I begins after DNA replicates during interphase of the cell cycle. In both meiosis I and meiosis II, cells go through the same four phases as mitosis - prophase, metaphase, anaphase and telophase. However, there are important differences between meiosis I and mitosis. The flowchart in Figura below shows what happens in both meiosis I and II.

Phases of Meiosis. This flowchart of meiosis shows meiosis I in greater detail than meiosis II. Meiosis I&mdashbut not meiosis II&mdashdiffers somewhat from mitosis. Compare meiosis I in this flowchart with the earlier figure featuring mitosis. How does meiosis I differ from mitosis?

Compare meiosis I in this flowchart with the figure from the Mitosis y citocinesis concepto. How does meiosis I differ from mitosis? Notice at the beginning of meiosis (prophase I), homologous chromosomes exchange segments of DNA. Esto se conoce como cruce, and is unique to this phase of meiosis.


7. Dissecting the Chromosome-Based Signal for Spindle Assembly

7.1. Ran-GTP

30 micrometers apart. Subsequent studies employed different sensors and fluorescence lifetime imaging (FLIM) rather than the measurement of donor/acceptor signal ratios alone, which can be sensitive to fluorophore concentration and bleed-through of fluorescence signal [146,147]. These measurements were consistent with a chromosome-centered Ran-GTP-dependent signal, which can release spindle assembly factors from importin-β, covering distances that extend all the way across the spindle [146,147]. A possible explanation for how this gradient could induce asymmetry in microtubule aster organization came from modeling and experimental data that indicate that the Ran-gradient may be combined with the activities of a Ran-regulated kinase (CDK11) and phosphatases [148]. FRET-based sensors also revealed the presence of a Ran-GTP gradient in somatic cells. This spatial gradient was much steeper, and extended across a shorter distance (3–4 μm) compared to what was detected in spindles assembled in Xenopus egg extracts [147]. A more recent study reported an even more localized spatial gradient, extending only

2 μm in dividing somatic cells [149].

7.2. Chromosomal Passenger Complex (CPC)

3 min) disrupted bipolar spindles assembled in egg extracts, reducing microtubule density and overall spindle size. In egg extracts depleted of Op18, the formation of microtubules around chromatinized DNA-beads was accelerated. Other studies suggest that phosphorylation reduces Op18’s binding to tubulin [153]. Together, these data are consistent with phosphorylation suppressing Op18’s inhibitory effect on microtubule formation, and support a model in which chromosomes control the activity of microtubule assembly factors.

7.3. Interplay between Ran-GTP and the CPC


MATERIALES Y MÉTODOS

Spermatocyte Culture

Larvae in the fourth instar were selected from a laboratory colony. Testes were isolated in tricine insect buffer (Begg and Ellis, 1979) and submerged under a droplet of Voltalef 10s oil (Ugine Kuhlmann, Paris, France) on a coverslip, where spermatocytes released upon rupturing of the testicular sheath were smeared as a monolayer at the oil-coverslip interface. A ring of Vaseline placed around the oil droplet and four drops of VALAP (a molten mixture of one part each of Vaseline, lanolin, and paraffin) placed at the corners of the coverslip served as spacers upon mounting the coverslip on a glass microscope slide. Spermatocytes survived in such oil preparations for a few hours, sufficient for observation of both meiotic divisions in an individual living spermatocyte.

Cold Treatments That Induced Chromosome Malorientation

For cold treatments to induce chromosome malorientation, selected larvae were transferred from the moist tissue paper mulch that serves as their culture medium in the lab to fresh mulch contained in a 90 × 50-mm crystallizing dish, which was subsequently put on ice in a refrigerator for the duration of cold exposure, typically 24–36 h. Those conditions maintained the temperature of the mulch, and the larvae, at 0–1°C. For microscopy during cold recovery, larvae were removed from the cold, transferred to fresh mulch at room temperature (∼24°C), and then after ∼10 min of recovery, testes were isolated and oil preps were made as with control, untreated material. Typically, 20–30 min of recovery time were spent on specimen preparation before cold-recovering cells were actually located and imaged with the polarizing microscope. This sacrifice of recovery time in specimen preparation was necessitated by the room temperature environment of the microscope. As a consequence of using this approach of preparing cells for observation after recovery onset, complete historical records of the induction of malorientation, which were obtained in earlier studies (Janicke and LaFountain, 1986), were not obtained here.

Polarization Microscopy

Images of birefringent spindle fibers were obtained with a polarizing microscope that was equipped with a liquid crystal universal compensator (LC-PolScope, Cambridge Research and Instrumentation, Woburn, MA) and was operated as described by Oldenbourg and Mei (1995) and by Oldenbourg et al. (1998). The optical set-up included a 60×/1.4 NA plan apochromat oil immersion objective and apochromat oil immersion condenser. Images were stored as TIFF files and imported into NIH image for analysis (NIH image is public-domain software for image analysis available online from NIH Image http://rsb.info.nih.gov). For the present study, we made extensive use of a stepper motor to make Z-focus series images of cells, in which important data regarding their numerous spindle fibers were in different focal planes. Dos Z-focus series (cells 6 and 14) were made with steps of 0.5-μm stage traverse, but all subsequent trials were made with steps of 0.3 μm in order to maintain high spatial resolution.

The metaphase positions of bivalents in LC-PolScope images were visualized by image overlays. In each plane of a Z-focus series, the image of the bivalent in that plane was overlaid by solid paint. The maloriented bivalent was identified using a different pixel value than the properly oriented bivalents in the same cell. In addition, the positions of kinetochores and basal bodies of the polar flagella were also identified in their respective focal planes and overlaid with a small dot of a different pixel value. Pixel values of the rest of the image were set to zero. Then, a stack of overlays was created for only the structures of interest (i.e., bivalents, kinetochores and basal bodies). Each stack was projected into a single plane using a maximum pixel value algorithm. Projections were merged to produce a final projection of the positions of all structures of interest relative to one another. The spindle equator was included as the midline between basal bodies. Maloriented and properly oriented bivalents appear in the projections with different gray values (see Resultados).

For the quantitative analysis of birefringence retardation (also called retardance), we measured the magnitude of retardance within selected areas of images of individual kinetochore fibers. With our system, unlike with traditional polarized light microscopes, the gray scale (brightness) level is directly proportional to the retardance within the area of interest of a polarized light image. Furthermore, the LC-PolScope measures the retardance independent of the orientation of the birefringence axis in the selected area. For the purpose of comparing retardance values of different microtubule bundles, we used an algorithm that computed “retardance area” within the domain of each kinetochore fiber that was selected. As shown by Oldenbourg et al. (l998), the retardance area is directly proportional to the number of microtubules in a fiber, with each microtubule contributing ∼7.5 nm 2 to the retardance area of a fiber. In addition, the measured retardance area is independent of the exact focus position, as long as the fiber boundaries can be discerned. The fiber boundary is best discerned when the focal plane extends through the center of the fiber. In that focus position, the fiber boundary is distinct and retardance contributed by out of focus parts of the kinetochore fiber is inside the boundary, assuming an approximate cylindrical shape of the fiber.

For measuring the retardance area of a kinetochore fiber, we made a line scan perpendicular to the axis of the fiber being analyzed at a distance of ∼0.5 μm from its associated kinetochore. The line had the shape of an elongated rectangle 4 pixels wide by 3–4 μm long. The line scan included the retardance measured across the fiber and surrounding background. The following regimen was used for determining the boundary limits of a birefringent fiber: 1) the image to be analyzed was rotated to put the long axis of the to-beanalyzed fiber parallel to the Y-axis, and 2) the X-Y pixel coordinates of the fiber's left and right boundaries along the line scan were determined. Using that information, the algorithm then computed the retardance area of the birefringent fiber.

The retardance area is defined as the integral (or area) under the curve of measured retardance in the line scan. Hence, the retardance area has the unit: length square (L 2 ), because both retardance and the width of the fiber under analysis have linear units of measurement. The retardance area of a kinetochore fiber was measured as the difference of the fiber retardance and the background retardance (see Resultados). The differential value of retardance area, then, provides an estimate of the number of microtubules within a fiber over background, and thus, it provides the desired measure for making comparisons among different fibers within the same cell.

The uncertainty in measuring the differential retardance area is largely determined by the uncertainty in estimating the background retardance. The background retardance originates from the birefringence of other spindle microtubules that have the same average orientation as the kinetochore fibers and are located in Z-sections either above or below the fiber. For estimating the background that contributes to the retardance measured in the image of a kinetochore fiber we measured the spindle retardance on either side of the fiber and linearly interpolated between the two values (see Figures 2 and 3). For estimating the uncertainty in this background subtraction procedure we considered the typical variation of spindle retardance over a distance equivalent to the fiber thickness. We estimate the typical variation of the spindle retardance beyond the linear interpolation to be around ±0.02 nm over a distance of 2 μm, leading to an uncertainty in the retardance area of 0.02 × 2000 = 40 nm 2 , which equals nearly 6 microtubules. Hence, we estimate the uncertainty in determining the number of microtubules in a given kinetochore fiber to be about ±6 microtubules. This uncertainty should increase for fibers that are thicker than 2 μm and decrease if they are thinner. On the basis of this uncertainty we also estimate that the thinnest fiber that can reliably be identified should contain around 10 microtubules.

Figura 2. Birefringent kinetochore fibers in a control (untreated) spermatocyte (cell 29) imaged with the LC-PolScope. (A and B) Two sections from a series of optical sections made through the cell at focus steps of 0.26 μm (0.3 μm of stage travel). Lower right: slice number/total slices in the focus series. In viewing these polarized light images, brightness represents the magnitude of birefringence retardation (black = 0 nm and white = 2.5 nm retardance), irrespective of the orientation of the brifringence axis. Barra, 5 μm. (C) A duplicate image of B, including the line from which retardance area data were obtained. The shaded area in the plot is the retardance area (461 nm 2 ) of the fiber, which was evaluated for the number of kinetochore microtubules (62). (D) The metaphase positions of the three bivalent chromosomes in this cell upon projection of all images within the Z-focus series to make a 2-D profile. Two dots indicate the positions of the flagellar basal bodies within the centrosomes at the two spindle poles. The numbers on each kinetochore fiber indicate the number of kinetochore microtubules in that fiber, based on retardance area analysis. Estimated inclination angles of kinetochore fibers ranged between 3 and 10° and were used to correct retardance values (see Materiales y métodos).

Figura 3. Birefringent kinetochore fibers of a bivalent exhibiting amphisyntelic orientation during cold recovery. Cold treatment: 29 h at 0.2°C. (A–D) Four slices from the Z-series made through cell 47 at focus steps of 0.26 μm. Time elapsed after onset of cold recovery: 61 min. (A–C) Bivalent 2 is on the left bivalent 3 is on the right. Bivalent 3 is maloriented. (D) Bivalent 1 is on the left one of the sex univalents is on the right. Lower right: slice number/total slices in the Z-serie. Barra, 5 μm. (A) White arrowhead locates one of the amphitelic kinetochores of bivalent 3 and its kinetochore fiber extends to the upper pole. (B) White arrowhead is positioned at the same X,Y pixel coordinates as in A black arrowhead locates the other amphitelic sister kinetochore and its kinetochore fiber extends to the lower pole. (C) White and black arrowheads are positioned at the same X,Y coordinates as in A and B, respectively. In focus above the white arrowhead are the two syntelic sister kinetochores of the partner homologue and its kinetochore fiber extends to the upper pole. (D) White arrowheads locate the positions of the two basal bodies at the two spindle poles of cell 47. (AA) A duplicate image of A including the line from which retardance area data were obtained. The shaded area in the plot is the retardance area of the selected fiber. The inclination angle of the fiber was estimated to be 11° and retardance data were corrected accordingly. (BB) A duplicate of B with the plot of retardance area data obtained from it (inclination angle 13°). (CC) A duplicate of C with the plot of retardance area data obtained from it (inclination angle 17°). DIC: cell 47 during anaphase imaged with differential interference contrast microscopy showing the anaphase laggard that derived from the amphitelically oriented homolgue depicted in A and B. Time elapsed after initiation of cold recovery: 86 min.

The conversion factor that we used (i.e., 7.5 nm 2 per microtubule) was obtained by Oldenbourg et al. (l998) using in vitro preparations of microtubules containing negligible microtubule-associated proteins and other solutes in the surrounding medium. Inside a living cell, however, the surrounding medium contains many proteins, which tend to increase the refractive index of the cytoplasm (based on our own interferometric measurements, the average refractive index of the cytoplasm varies around 1.36). Also, spindle microtubules are known to have other proteins associated with them, leading to a higher mass per unit length of a kinetochore fiber microtubule compared with a microtubule prepared from purified tubulin. Although the higher medium refractive index decreases the effective retardance area of a kinetochore fiber microtubule, its higher mass per unit length increases its effective retardance area. Hence, the two effects might cancel each other, and the effective retardance area of a kinetochore fiber microtubule might be close to the one measured in vitro. Nevertheless, the value of 7.5 nm 2 used in this study might lead to absolute numbers of microtubules per kinetochore fiber that are somewhat higher or lower than the actual values. However, a change in the effective retardance area per microtubule would affect all measurements equally and in no way changes the disparities listed and conclusions drawn from our measurements.

In all cells analyzed, the spindle was oriented nearly parallel to the focal plane. Nevertheless, the inclination of the spindle axis and especially of the kinetochore fibers has a systematic effect on the retardance measurements. The retardance measured in a given fiber decreases with increasing inclination angle. To correct for this effect, we estimated the inclination angle by first measuring the X-Y-Z coordinates of individual kinetochores and of the polar basal bodies at the poles to which kinetochore fibers were directed. The coordinate values were gleaned from Z-focus series and then imported into a spread sheet program for computing the inclination angles, based on calibration of pixels and Z-focus steps (see below). Inclination angle of the spindle axis was measured as the angle between the x-y plane and the line between the two basal bodies. Inclination angles of kinetochore fibers were estimated by calculating the angle between the x-y plane and the line connecting the basal body and kinetochore locations. The average inclination angle of all spindle axes was 3° (range 0–10°) the average inclination angle of all kinetochore fibers was 8° (range 0–19°).

Inclination angles of individual kinetochore fibers were used to correct the retardance value of the fibers. The measured retardance value was multiplied by the factor 1/cos 2 (α), where α is the inclination angle (see Born and Wolf, 1980).

For our statistical analysis of kinetochore fiber microtubules reported in Tables 1 and 2, we used the common expressions for the average and standard deviation (StdDev) of measured numbers of microtubules. The percent disparity of kinetochore fiber microtubules that attach the same bivalent to opposite poles was calculated using the same expressions for the StdDev and average. For a given bivalent that is attached to one pole by norte1 microtubules and to the other pole by norte2 microtubules, the percent disparity is calculated as the ratio of the StdDev y el Promedio:

Tabla 1. Summary of retardance area analysis on birefringent kinetochore fibers in control (untreated) spermatocytes.


Ver el vídeo: Σύγκριση μίτωσης ζώων και φυτών (Agosto 2022).